فیدیبو نماینده قانونی انتشارات دانشگاه فردوسی مشهد و بیش از ۶۰۰ ناشر دیگر برای عرضه کتاب الکترونیک و صوتی است .
کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی

کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی

نسخه الکترونیک کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی به همراه هزاران کتاب دیگر از طریق فیدیبو به صورت کاملا قانونی در دسترس است.


فقط قابل استفاده در اپلیکیشن‌های iOS | Android | Windows فیدیبو

درباره کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی

کتاب حاضر که متشکل از شانزده فصل می‌باشد، ابتدا به معرفی سلول‌های بنیادی پرداخته و سپس توان تمایزی این سلول‌ها برای ایجاد دودمان‌های سلولی مختلف را مورد بررسی قرار داده است. در ابتدای هر فصل پس از ذکر مقدمه‌ای کوتاه مراحل تکوین طبیعی اندام مورد بحث، بررسی شده و در ادامه تعدادی از مهم‌ترین مسیرهای پیام‎رسانی، عوامل دخیل در تمایز، انواع منابع سلولی، مدل‌های آزمایشگاهی و رویکردهای معرفی شده جهت تولید دودمان‎های مختلف در شرایط آزمایشگاهی مرور شده است. نظر به کاربرد روزافزون دانش زیست‌شناسی، در کتاب حاضر مباحثی مورد تدوین و تألیف قرار گرفته که متناسب با نیاز دانشجویان و محققان محترم رشته‌های علوم پزشکی، پزشکی مولکولی و گرایش‌های مختلف زیست‌شناسی به‌ویژه زیست‌شناسی سلولی و مولکولی باشند. همچنین بیشترین تأکید بر توضیح روش‌های آزمایشگاهی و نکات عملی بوده است، به گونه‌ای که خواننده محترم با مطالعه کتاب به ایده‌های مناسب برای انجام طرح‌های تحقیقاتی در سطوح مختلف پژوهشی دست خواهد یافت. همچنین سعی شده است از تصاویر گویا و جدول‌های به‌روز به‎منظور انتقال اطلاعات به‎صورتی خلاصه و مفید استفاده شود. اگرچه سعی بر به حداقل رساندن نقایص کتاب بوده است، پیشاپیش نهایت سپاس و امتنان خود را از استادان فرهیخته و دانشجویان آگاه که منت نهاده و با ارائه نظرات و پیشنهادهای ارزشمند خود ما را در غنای هر چه بیشتر چاپ‌های بعدی کتاب یاری و راهنمایی می‎نمایند اظهار می‎نمایم.

ادامه...

بخشی از کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی

شما به آخر نمونه کتاب رسیده‌اید، برای خواندن نسخه کامل، کتاب الکترونیک را خریداری نمایید و سپس با نصب اپلیکیشن فیدیبو آن را مطالعه کنید:



سلول های بنیادی با منشا رویانی 

سلول های بنیادی رویانی (ESCs)

۵ -۴ روز پس از لقاح، رویان انسان به مرحله بلاستوسیست (۱۵۰-۵۰ سلول) رسیده و سلول های بنیادی رویانی از توده سلولی داخلی (ICM) بلاستوسیست قابل جداسازی می با شند (شکل ۸). این سلول ها دو ویژگی بارز دارند:
  • آن ها می توانند به سلول های مشتق از هر سه لایه زاینده تمایز یابند (پرتوانی).
  • این سلول ها در شرایط بهینه می توانند به‎طور نامحدود تکثیر شوند (Ying et al., ۲۰۰۳).
نخستین بار Evans و Kaufman روشی برای کشت رویان های موشی در رحم(۵۱) و استحصال(۵۲) ESCs از این رویان ها ارائه دادند (Evans and Kaufman, ۱۹۸۱). سپس Martin و همکارانش این رویان ها را در شرایط in vitro کشت داده و ESCs را از آن ها جدا کردند (Martin, ۱۹۸۱). درسال ۱۹۹۸، یک گروه تحقیقاتی به سرپرستی James Thomson برای اولین بار موفق به جدا سازی و رشد hESCs(۵۳) در محیط کشت سلول شدند (Thomson et al., ۱۹۹۸).



شکل ۸ مراحل تکوین پستانداران قبل از لانه گزینی (Thomson and Odorico, ۲۰۰۰).

محققان نشان دادند که hESCs در حضور سرم و در غیاب عامل های رشد پپتیدی خارجی بر روی فیبروبلاست های جنینی موش رشد می کنند. این سلول ها در محیط کشت با حفظ کاریوتیپ(۵۴) طبیعی، می توانند بیش از ۳۰۰ بار تقسیم شده و پس از کشت به‎مدت بیش از یک سال همچنان فعالیت تلومرازی بالایی را نشان دادند (;Thomson et al., ۱۹۹۸Odorico et al., ۲۰۰۱). همچنین hESCs نشانگر های (۵۵)SSEA-۳،SSEA-۴، TRA-۱-۶۰(۵۶)، TRA-۱-۸۱ و الکالین فسفاتاز را بیان می کنند (Thomson and Marshall, ۱۹۹۸; Ozawa et al., ۱۹۸۵; Fox et al., ۱۹۸۴; Kannagi et al., ۱۹۸۳Andrews et al., ۱۹۸۴;).
یکی از راه های القاء تمایز در ESCs کشت آن ها به‎صورت سوسپانسیون(۵۷) و بدون لایه مغذی(۵۸) می باشد. در این شرایط این سلول ها توده های چند سلولی سه‎ بعدی را به نام اجسام شبه رویانی(۵۹) تشکیل می دهند که از سلول های تمایز‎یافته و تمایز‎نیافته تشکیل شده اند. اجسام شبه رویانی از تجمع سلول های پیش‎ساز و تمایز‎یافته مختلفی تشکیل شده و مشابه رویان های اولیه قبل از لانه گزینی هستند (Shamblott et al., ۲۰۰۱). در این فرآیند تغییراتی در اجسام شبه رویانی صورت می گیرد به‎طوری که این ساختار های ساده در ابتدا یک توده سلولی شبه مورولا(۶۰) از سلول ها ایجاد کرده و سپس اجسام شبه رویانی حفر ه‎ای شده و کیستیک(۶۱) را تشکیل می دهند (Itskovitz-Eldor et al., ۲۰۰۰).
آزمایش های تمایزی در شرایط in vitro، نشان داد ه‎اند که کشت های EBs به‎صورت تک لایه منجر به ایجاد سلول هایی با ریخت شناسی(۶۲) متنوع می شوند که از این میان می توان به کاردیومیوسیت های دارای تپش(۶۳)، سلول های اپی تلیال دارای رنگدانه و بدون رنگدانه(۶۴)، سلول های عصبی با رشد اکسون ها(۶۵) و دندریت ها(۶۶) و سلول های مزانشیمی (۶۷) اشاره نمود (Odorico et al., ۲۰۰۱). پتانسیل کامل hESCs هنگامی آشکار می شود که این سلول ها در شرایط in vivo مطالعه شوند، مانند هنگامی که آن ها به درون یک بلاستوسیست تزریق می شوند. مطالعات نشان داد ه‎اند که تزریق hESCs به موش های SCID(۶۸)، باعث ایجاد تراتوما های خوش خیم(۶۹) در این جانوران می شود. این تراتوماها دارای بافت های تمایز یافته مشتق از هر سه لایه زاینده رویانی مانند اپی تلیوم عصبی با منشا اکتودرم، استخوان، غضروف و ماهیچه مخطط با منشا مزودرم و لوله گوارش با منشا اندودرم است (شکل۹) (Thomson et al., ۱۹۹۸).
در طی رویان زایی طبیعی تشکیل بافت های سازمان یافته به‎وسیله فرآیند های القایی و برهمکنش های پیچیده اپی تلیال- مزانشیمی کنترل می شود. این فرآیند ها و برهمکنش ها در تراتوما روی می دهد اما در مورد تمایز در شرایط in vitro کمتر مشاهده شده است (Odorico et al., ۲۰۰۱).
به‎منظور بررسی عناصر القایی که تشکیل الگوی رویانی را تنظیم می کنند و همچنین درک سازوکار تمایز سلولی، روش های مختلفی استفاده می شوند که از آن جمله به موارد زیر می توان اشاره نمود:
۱. اضافه کردن ترکیبات ویژ ه‎ای همچون عوامل رشد یا مورفوژن های شیمیایی به محیط کشت
۲. هم کشتی ESCs با بافت ها یا سلول های القاء کننده
۳. پیوند (ایمپلنت) ESCs درون اندام ها یا نواحی خاص
۴. بیش بیان عوامل رونویسی مرتبط با تکوین بافت ها
۵. انتخاب سلول هایی که ژن های اختصاصی دودمان سلولی خاصی را بیان می کنند
۶. جداسازی سلول های مورد نظر به‎وسیله (FACS(۷۰
بعضی از این روش ها به‎منظور غنی کردن کشت های ESC برای یک نوع سلول ویژه استفاده شده است (Odorico et al., ۲۰۰۱; Schuldiner et al., ۲۰۰۰; Soria et al., ۲۰۰۰; Li et al., ۱۹۹۸;Weissman, ۲۰۰۰).

سلول های زاینده رویانی (EGCs)

در طی تکوین ابتدایی جنین EGCs از PGCs(۷۱) جداسازی می شوند. بسیاری از ویژگی های EGCs همانند ESCs است اما تفاوت های مهمی نیز دارند. PGCs در بخش خاصی از رویان که ستیغ تناسلی(۷۲) نامیده می شود، قرار دارند و در آنجا به گامت های بالغ (اسپرم و تخمک) تمایز می یابند. PGCs در انسان در یک بازه زمانی مشخص (رویان۱۰-۵ هفته‎ای) قابل جدا سازی می باشند (شکل۷). سلول های جدا شده در شرایط in vitroشروع به رشد و تقسیم نموده و پس از ۳-۱ هفته کلونی های متراکم و چند لایه‎ای از سلول هایی همانند EGCs یا ESCs موشی را تشکیل می دهند. سلول ها در این کلونی ها SSEA-۱ SSEA-۳، SSEA-۴، TRA-۱-۶۰، TRA-۱-۸۱ و آلکالین فسفاتاز را بیان می کنند. سلول های EG انسانی بر روی لایه های مغذی فیبروبلاست موش و محیط کشت دارای سرم، عامل رشد فیبروبلاستی (bFGF)، عامل مهاری لوسمی (LIF) (۷۳) و forskolin استحصال شد ه‎اند (Shamblott et al., ۱۹۹۸). درصد کمی (۲۰-۱ درصد) از کلونی های جدا شده از PGCs به‎طور خود بخودی اجسام شبه رویانی را تشکیل می دهند. محیط رشد برای کشت اجسام شبه رویانی فاقد LIF،bFGF و forskolin است (Roach et al., ۱۹۹۳). اجسام شبه رویانی مشتق از PGCs انسانی، سلول هایی از هر سه لایه زاینده رویانی (اندودرم، مزودرم و اکتودرم) را نشان می‎دهد. این یافته ها نشان دادند که سلول های مشتق از PGC پر‎توان هستند (شکل ۱۰)
(Shamblott et al., ۲۰۰۱).



شکل۹ منشا های رویانی و پتانسیل های تکوین بافت های اختصاصی شده درون بدن انسان (Henningson Jr et al., ۲۰۰۳).



شکل۱۰ منشا و مشتقاتی از رده های سلول بنیادی پر توان انسان (Matin et al., ۲۰۰۴)

رده بندی سلول های بنیادی 

سلول های بنیادی را می توان براساس ویژگی های مختلفی از جمله قابلیت تمایز و منشا آن ها رده بندی کرد.
رده بندی سلول های بنیادی بر اساس قابلیت تمایز
سلول های بنیادی قابلیت تمایز به انواعی از سلول های دیگر را داشته و در این رابطه، دارای سلسله مراتبی هستند که در شکل ۶ نشان داده شده است.
زیگوت یا تخم و بلاستومر های ابتدایی رویان موش (در مراحل ۲، ۴ و ۸ سلولی) اصطلاحاً همه توان(۲۸) نامیده می شوند. زیرا قابلیت ایجاد تمام سلول های بدن و ساختار های خارج رویانی مانند جفت را دارند. تقسیمات بعدی زیگوت باعث تشکیل بلاستوسیست می شود که سلول های بنیادی رویانی (ESCs)(۲۹) از توده سلولی داخلی (ICM)(۳۰) در این مرحله رویانی مشتق می شوند. این سلول ها، قابلیت تمایزی کمتری نسبت به زیگوت دارند و اصطلاحاً پر توان(۳۱) نامیده می شوند، زیرا می توانند به سلول های مشتق از هر سه لایه زاینده جنینی (اندودرم(۳۲)، مزودرم(۳۳)، اکتودرم(۳۴)) تمایز یابند (Zimmet and Krum, ۲۰۰۸; Bissels et al., ۲۰۱۳).
اگرچه ملاحظه شده است که سلول های ES ممکن است همه توان باشند زیرا در کایمرا ها(۳۵) آن ها به اندودرم احشایی خارج رویانی(۳۶)، اندودرم جداری کیسه زرده و به‎ندرت به جفت مشتق از تروفوبلاست تمایز یافتند (۱). همچنین سلول های ES در محیط کشت به آسانی اندودرم جداری و احشایی را تشکیل می دهند (۲). کاهش ۵۰ درصدی عامل رونویسی OCT۴ سبب تبدیل سلول های ES به سلول های تروفوبلاست می شود(۳). این یافته ها نشان داد که سلول های ES می توانند همه بافت های رویانی و بزرگسال شامل همه بافت های خارج رویانی را تشکیل دهند. مطالعات نشان داد ه‎اند که سلول های زاینده رویانی (EGCs)(۳۷)، سلول های کارسینومای شبه رویانی (ECCs)(۳۸) و سلول های بنیادی پرتوان القاء شده (iPSCs)(۳۹) نیز پر توان هستند (Smith, ۲۰۰۱).



شکل ۶ قابلیت تمایز سلول های بنیادی (Zimmet and Krum, ۲۰۰۸).

سلول های بنیادی بزرگسالان(۴۰) یا سلول های بنیادی بافتی(۴۱) که در اغلب بافت های پستانداران وجود دارند، مسئول حفظ هومئوستازی و ترمیم بافت بوده و اصطلاحاً چندتوان(۴۲) نامیده می شوند. سلول های چندتوان در بافت ها یا اندام هایی همچون خون (HSCs)، اندوتلیوم (EPCs)، مزانشیم (MSCs)(۴۳)، ماهیچه (سلول های بنیادی ستلایت(۴۴))، قلب (سلول های بنیادی/پیش ساز کاردیاک(۴۵))، بیضه (سلول های بنیادی اسپرماتوگونی(۴۶))، روده (سلول های بنیادی روده)، پانکراس (پیش ساز های چندتوان مشتق از پانکراس(۴۷))، شش (سلول های بنیادی شش)، کبد (سلول های بنیادی هپاتیک(۴۸))، مغز (سلول های بنیادی عصبی، NSCs)، پوست و مو (سلول های بنیادی پوست) و غده های پستانی (سلول های بنیادی پستان) مشاهده می شوند. سلول های پیش ساز متعهد شده(۴۹)، تک‎ توان(۵۰) نامیده می شوند، زیرا فقط به یک نوع سلول تمایز می یابند (Zimmet and Krum, ۲۰۰۸; Bissels et al., ۲۰۱۳)

رده بندی سلول های بنیادی بر اساس منشا بافت

سلول های بنیادی بر اساس منشا بافتی به گروه های زیر تقسیم‎بندی می شوند:
۱. سلول های بنیادی با منشا رویانی
۲. سلول های بنیادی با منشا جنینی
۳. سلول های بنیادی افراد بزرگسال (شکل ۷)



شکل ۷ رده بندی سلول های بنیادی انسان بر اساس منشا بافتی (Bongso and Lee, ۲۰۰۵; Francese and Fiorina, ۲۰۱۰; Abdulrazzak et al., ۲۰۱۰; Eiges and Benvenisty, ۲۰۰۲; Hongxiang Hui, ۲۰۱۱Bongso and Richards, ۲۰۰۴;).

ESC: Embryonic stem cell, EGC: Embryonic germ cell, CB-EPC: Cord blood-endothelial progenitor cell, CB-HSC: Cord blood-hematopoietic stem cell, CB-MSC: CB-mesenchymal stem cell, CB-ESC: CB-embryonic stem cell, A-MSC: Amnion mesenchymal stem cell, C-MSC: Chorionic mesenchymal stem cell, HSC: Hematopoietic stem cell, MSC: Mesenchymal stem cell, MAPC: Multipotent adult progenitor cell.

روند تمایزی سلول های بنیادی 

بین سلول های بنیادی و سلول های تمایزیافته جمعیت های حد واسطی از سلول های پیش ساز (نیایی(۱۱) و پیشرو(۱۲)) با توانایی تکثیر و تمایز محدود وجود دارند. معمولاً، اصطلاحات سلول نیایی و پیشرو به جای هم استفاده می شوند، اما در برخی مطالعات از عبارت سلول نیایی به‎عنوان سلولی با پتانسیل بیشتر نسبت به سلول پیشرو استفاده می شود (شکل ۵) (Raff, ۲۰۰۳).
به طور غالب تشخیص سلول بنیادی از سلول پیش‎ساز (precursor) به خصوص در جوندگان آسان نیست. اگرچه سلول های بنیادی انسان و جوندگان، فعالیت تلومرازی(۱۳) خود را حفظ می کنند (Forsyth et al., ۲۰۰۲)، اما سلول های پیش‎ساز (precursor) انسان فعالیت تلومرازی را از دست می دهند. بنابراین به علت کوتاه شدن طول تلومر(۱۴) و توقف چرخه سلولی، تعداد تقسیم آن ها محدود می گردد که این فرآیند پیری سلول(۱۵) نامیده می شود (Cong et al., ۲۰۰۲). در بسیاری از جوندگان، سلول های پیش ساز ((precursor فعالیت تلومرازی خود را حفظ می کنند که موجب بروز توانایی تقسیم نامحدود این سلول ها در محیط کشت می شود (Mathon et al., ۲۰۰۱Tang et al., ۲۰۰۱;). از جمله عملکرد های این جمعیت حد واسط، افزایش تعداد سلول های تمایز ‎یافته است. در برخی بافت ها از سلول بنیادی تنها یک نوع سلول بالغ تولید می شود مانند اینترفولیکولار اپیدرمیس(۱۶)، که کراتینوسیت ها(۱۷) را تولید می کند (Green, ۱۹۷۷). در مقابل در بافت هایی مانند خون، HSCs(۱۸) انواع مختلفی از سلول های بالغ (اریتروسیت ها(۱۹)، پلاکت ها(۲۰)، نوتروفیل ها(۲۱)، بازوفیل ها(۲۲)، ائوزینوفیل ها(۲۳)، مونوسیت ها(۲۴)،لنفوسیت های (۲۵)T، لنفوسیت های (۲۶)B و سلول های (۲۷)NK) را تولید می کنند (Till and McCulloch, ۱۹۸۰Dexter and Spooncer, ۱۹۸۷).
سرعت تولید سلول های بالغ از سلول های بنیادی در بافت ها متنوع است. در بافت هایی مانند اپی درم و خون، سلول های بالغ طول عمر کوتاهی دارند و روزانه میلیون ها سلول تولید می شوند (به‎عنوان مثال در یک انسان با وزن ۷۰ کیلوگرم هر ساعت ۱۰۱۰ اریتروسیت و ۱۰۸×۴ لوکوسیت تولید می شوند) (Gordon, ۱۹۹۳). در مقابل، تولید سلول بالغ در بافت هایی با بازسازی محدود، بسیار آهسته است. به‎عنوان مثال در رت و موش به ازاء هر ۲۰۰۰ نورون، یک نورون در روز تولید می شود (Kempermann et al., ۱۹۹۷).

۱. مقدمه ای بر سلول های بنیادی

فاطمه ملکی، سید نوید گفتاری، مریم مقدم متین

مقدمه



مدت هاست که محققان به چگونگی توانایی ترمیم(۱) در حیوانات علاقه مند شده اند. ترمیم یک فرآیند فیزیولوژیکی جالب توجه است که در آن بافت های باقیمانده پس از آسیب، تشکیل بخش از دست رفته بدن را سازماندهی می کنند. بعضی بی مهرگان مانند هیدر و کرم پهن پلاناریا با سرعت و دقت، بافت های خود را ترمیم می کنند. اکثر مهره داران بزرگ قادر نیستند ترمیم اندام کامل را انجام دهند، اگرچه در طی مراحل تکوین رویانی پیام ها و سازوکار هایی تولید بافت را در اختیار دارند (Brockes, ۱۹۹۷; Wolpert et al., ۱۹۷۱). از میان مهره داران بزرگ، به نظر می رسد پستانداران کمترین میزان توانایی ترمیم را داشته باشند. بارزترین مثال های ترمیم اندام کامل در پستانداران ترمیم شاخ در گوزن شمالی و همچنین کبد، بعد از هپاتکتومی (۲) جزئی، در انسان می باشند (Brockes, ۱۹۹۷).
تقریباً همه انواع ترمیم توسط سلول های بنیادی(۳) یا سلول های پیش ساز(۴) انجام می شوند. این سلول ها یا از قبل وجود دارند و یا توسط فرآیند تمایززدایی(۵) ایجاد می شوند. بعضی از مهره داران مانند سمندر بخش های از دست رفته بدن خود را از طریق تمایز زدایی سلول های اختصاصی شده و تبدیل آن ها به سلول های پیش ساز جدید، ترمیم می کنند. این سلول ها سپس تکثیر می یابند و بخش های تخصصی شده جدید را در اندام تشکیل می دهند. بیشتر رویداد های ترمیم در پستانداران، مستقل از فرآیند تمایززدایی هستند و به وسیله سلول های بنیادی از پیش موجود و یا سلول های پیش ساز انجام می شوند. سلول های بنیادی همچنین در ریشه و مریستم های انشعابی گیا هان وجود داشته و در واقع، واژه stem cell به مطالعات گیاه شناسی و توانایی بازسازی مریستم های گیاهی برمی گردد (Brockes, ۱۹۹۷; Kiessling and Anderson, ۲۰۰۳).
امروزه از سلول های بنیادی به‎منظور درک سازوکار های اساسی تکوین در انسان، بررسی تمایز(۶)، آزمون مواد دارویی، مدل‎سازی و درمان بیماری هایی همچون دیابت، آسیب های طناب نخاعی، بیماری های قلبی، بیماری های نورودژنراتیو، ناهنجاری های سیستم ایمنی استفاده می شود. اگرچه تحقیقات در زمینه سلول های بنیادی منجر به درمان های موثر در پزشکی شده است، اما برای پیشرفت سلول درمانی و استفاده گسترده آن در بالین باید مسیری طولانی طی شود وموضوعات تکنیکی، قانونی، اخلاقی و ایمنی به طور ویژه مورد توجه قرار گیرند.

سلول بنیادی چیست؟ 

سلول های بنیادی، سلول های تمایز نیافته‎ با قابلیت خودنوزایی، تکثیر و تمایز در محیط مناسب هستند(Weissman et al., ۲۰۰۱). در تقسیم سلول های بنیادی دو مدل اساسی مطرح شده است که شامل تقسیم نامتقارن و متقارن می باشند (شکل۱). در تقسیم نامتقارن هر سلول بنیادی یک کپی از خودش و نیز یک سلول تمایز یافته را تولید می کند. اگرچه این مدل ثبات جمعیت سلول های بنیادی را در سطحی ثابت توضیح میدهد (Knoblich, ۲۰۰۸; Fuchs et al., ۲۰۰۴; Ho, ۲۰۰۵)، اما در هنگام آسیب بافتی نمی تواند توضیح دهد که چگونه مخزن سلول های بنیادی به حالت اولیه باز میگرد. این مشکل توسط مدل تقسیم متقارن سلول بنیادی قابل حل است.
سلول های بنیادی دو نوع تقسیم متقارن انجام می دهند: تقسیم تکثیری که باعث ایجاد دو سلول بنیادی می شود و تقسیم تمایزی که دو سلول تمایزیافته را به وجود می آورد (Zhang et al.,۲۰۰۹; Loeffler and Roeder,۲۰۰۲; Marshman et al., ۲۰۰۲; Clayton et al., ۲۰۰۷). مطالعات نشان می دهند که پیام های سلول بنیادی و بافت های اطراف آن، تعیین کننده نوع تقسیم تمایزی و یا تکثیری در سلول بنیادی می باشند.



شکل ۱ تقسیمات نامتقارن و متقارن سلول بنیادی (Shahriyari and Komarova, ۲۰۱۳).

سازوکار تقسیم سلولی نامتقارن و ایجاد تمایز در موجودات مدل 

مطالعات نشان داده اند که پروتئین‎ها، پیام‎های خارج سلولی و نیز عوامل درون سلولی مانند mRNA و میتوکندری می‎توانند باعث تقسیم سلولی نامتقارن شوند. در سال‎های اخیر شواهد نشان داده است که
تقسیم سلولی نامتقارن یک سازوکار مهم برای تنظیم سرنوشت سلول بنیادی پستانداران می باشد.
اگرچه فرآیند تقسیم نامتقارن در پستانداران و به‎ویژه در انسان به خوبی تجزیه و تحلیل نشده اما در موجودات مدل مختلف به‎طور گسترده و به‎خوبی مطالعه شده است (Vessey et al., ۲۰۱۲; Suomalainen, ۲۰۱۵; Kusek et al., ۲۰۱۲; Katajisto et al., ۲۰۱۵).
بیشتر اطلاعات ما درباره تقسیم سلولی نا متقارن و اهمیت آن برای سرنوشت سلول بنیادی از مطالعات تکوین جانوران مدل به‎ویژه نماتد Caenorhabditis elegans و مگس سرکهDrosophila melanogaster به دست آمده است. در این بخش به طور مختصر درباره شباهت ها وتفاوت های تنظیم تقسیم نامتقارن در سلول های بنیادی مختلف توضیح خواهیم داد.
در طی رویان زایی C. elegans زیگوت به‎صورت نامتقارن تقسیم می‎گردد و منجر به تشکیل بلاستومر خلفی کوچک (سلول P۱) و قدامی بزرگ (سلول AB) می شود. استقرار گرانول‎های P به قطب خلفی زیگوت، سلول خلفی را به‎عنوان سلول بنیان گذار دودمان جنسی تعیین می‎کند، درحالی که سلول AB پتاسیل دودمان جنسی را به ارث نمی‎برد (شکل a۲) (Strome and Wood, ۱۹۸۲; Hird et al., ۱۹۹۶; Priess and Thomson, ۱۹۸۷; Sulston et al., ۱۹۸۳). بررسی‎های ژنتیکی در این مدل، منجر به شناسایی عوامل تنظیم‎کننده در تفکیک نامتقارن گرانول‎های P (شامل پروتئین‎های تنظیم‎کننده قطبیت سلول) گردید(Kemphues et al., ۱۹۸۸).
در Drosophila، پروتئین‎های تنظیم‎کننده قطبیت سلول، تقسیم نامتقارن سلول نوروبلاست، که یک سلول بنیادی عصبی است، را تنظیم می‎کنند. برای تعیین قطبیت سلولی apico-basal، عوامل تعیین‎کننده محل عوامل تعیین کننده سرنوشت سلول به وسیله نقطه‎ها یا خطوط هلالی سیاه رنگ مشخص شده است (Murke et al., ۲۰۱۵).



شکل ۲ مثالهایی از تقسیم سلولی نامتقارن در موجودات مدل: (a) تقسیم ابتدایی سلول تخم در C. elegans (b) تقسیم سلولی نامتقارن نوروبلاست Drosophila (c) تکوین SOP در Drosophila. 

سرنوشت سلول مانند Numb و Prospero در غشای پایه نوروبلاست‎های میتوزی و جهت گیری دوک میتوزی ضروری است (Hirata et al., ۱۹۹۵; Spana and Doe, ۱۹۹۵). سلول دختری که Numb و Prospero را به ارث می برد تمایز می‎یابد، درحالی که سلول دختری دیگر که مقادیر ناچیزی از این فاکتورها را دریافت کرده به‎صورت نوروبلاست باقی می‎ماند (شکل b۲) (Kaltschmidt et al., ۲۰۰۰; Schober et al., ۱۹۹۹; Wodarz et al., ۲۰۰۰). سومین مثال، تکوین سیستم عصبی محیطی Drosophila، یک مدل بسیار عالی است که نشان می دهد چگونه پیام های بیرونی و تقسیم سلولی نامتقارن می‎توانند سرنوشت سلول را تعیین کنند. بریستل‎ها(۷)، گیرنده‎های مکانیکی هستند که بر روی بدن مگس سرکه بالغ قرار دارند و از یک سلول پیش‎ساز حسی- اندامی (SOP)(۸) ایجاد شده اند که به‎طور پیاپی به‎صورت نامتقارن تقسیم می شود (شکل c۲).
در ابتدا، SOPs به‎طور نامتقارن به سلول های دختری PIIa و PIIb تقسیم می‎شوند. عامل Numb توسط سلول pIIb به ارث برده می شود و در آنجا باعث اندوسیتوز و تجزیه Notch می شود، در نتیجه گیرنده‎های Notch را در غشای PIIb از بین می‎برد (Frise et al., ۱۹۹۶; Gho et al., ۱۹۹۹; Couturier et al., ۲۰۱۲; McGill et al., ۲۰۰۹). بنابراین، مسیر پیام رسانیNotch فقط در سلول PIIa فعال می‎ماند. 



شکل ۳ اندام حسگر خارجی Drosophila به‎عنوان مدل برای تقسیم سلولی نامتقارن: (A) اندام حسگر خارجی Drosophila شامل دو سلول بیرونی (مو و socket) و دو سلول درونی (عصب وغلاف) است. (B) تقسیم سلولی نامتقارن SOP (Neumüller and Knoblich, ۲۰۰۹).

بااستفاده از سازوکار تنظیمی مشابه، pIIa منجر به تشکیل مو و سلول socket می شود و سلول pIIb، سلول گلیا و سلول pIIIb را ایجاد می‎کند. سلول گلیا دچارآپوپتوز می شود و سلول pIIIb به‎طور نامتقارن تقسیم شده و سلول غلاف(۹) و نورون را تشکیل می‎دهد (شکل ۳) (Furman and Bukharina, ۲۰۱۱; Giebel and Wodarz, ۲۰۱۲).
ایجاد قطبیت سلول و تعیین محور قطبیت برای تقسیم سلولی نامتقارن مهم است. به‎طور کلی، قطبیت سلول ویژگی‎های ریخت‎شناسی و درون سلولی را تشکیل می‎دهد (Görgens et al., ۲۰۱۲). به‎منظور ایجاد قطبیت سلولی، رشته‎های مختلف مانند رشته‎های اکتین و توبولین، یک شبکه مقاوم فیزیکی بسیار پویا را تشکیل می‎دهند و در سازماندهی و شکل دادن به سلول اهمیت دارند. وقوع مراحل زیر به منظور درک یک تقسیم سلولی نامتقارن و مناسب ضروری است. در ابتدا، یک محور قطبیت سلولی تعیین شده و سپس عوامل تعیین کننده سرنوشت سلول، مطابق با قطبیت سلولی تعیین شده قرار می‎گیرند. جهت اطمینان از تفکیک عوامل تعیین‎کننده سرنوشت سلول در طی میتوز دوک تقسیم مطابق با محور از پیش تعیین شده یکی از دو سلول دختری جهت‎گیری می‎کند. سرانجام، دو سلول دختری توسط سیتوکینز جدا می‎شوند (Görgens and Giebel, ۲۰۱۰).
بررسی ژنتیکی در C. elegans نشان داد که ژن‎های par در تقسیم سلولی نامتقارن ابتدایی سلول تخم نقش دارد (Kemphues et al., ۱۹۸۸). تعدادی از پروتئین‎های PAR مانند Par۳ و Par۶ یافت شده‎اند که به‎عنوان بخشی از سیستم قطبیت سلولی عمل می کنند. در C. elegans، Par۳ و Par۶ با یک پروتئین کیناز C غیر‎معمول (aPKC)(۱۰) کمپلکسی را تشکیل می‎دهند که در نیمه قدامی رویان تجمع می‎یابد و محور قطبیت قدامی- خلفی را حفظ می‎کند (Tabuse et al., ۱۹۹۸; Watts et al., ۱۹۹۶). زیگوت C. elegans در طول یک محور قدامی-خلفی تقسیم می‎گردد (Strome and Wood, ۱۹۸۲; Hird et al., ۱۹۹۶). درحالی که نوروبلاست Drosophila در طول محور apico-basal تفکیک می شود (Hirata et al., ۱۹۹۶; Spana and Doe, ۱۹۹۵). سلول SOP و pIIa در طول محور قدامی- خلفی تقسیم می‎گردد درحالی که pIIb و pIIIb محور تقسیم apico-basal دارند. این جهت‎گیری‎های مختلف اثر تنظیمی قطبیت سلول را نشان می‎دهد که می‎تواند تحت تاثیر تماس سلول- سلول قرار بگیرد. در واقع، مطالعات گسترده کمپلکس Par/aPKC در C. elegans و Drosophila عملکرد‎های اساسی این عامل را در سه مدل سلولی موجود برای تقسیم نامتقارن آشکار ساخت (Tabuse et al., ۱۹۹۸; Suzuki and Ohno, ۲۰۰۶; Petronczki and Knoblich, ۲۰۰۱).



شکل ۴ انواع مختلف تقسیم سلول بنیادی. (a) نوزایی نامتقارن: یک سلول دختری برای تمایز (A) متعهد می شود و سلول دختری دیگر به‎صورت سلول بنیادی (SC) باقی‎می ماند. (b) تمایز نامتقارن: هر دو سلول دختری برای تمایز متفاوت متعهد می‎شوند (A/B). (c) نوزایی متقارن: هر دو سلول دختری پتانسیل سلول بنیادی را حفظ می‎کنند (SC). (d) تمایز متقارن: هر دو سلول دختری برای تمایز به دودمان یکسان متعهد می‎شوند (A) (Murke et al., ۲۰۱۵).

سازوکارهای تعیین کننده سرنوشت سلول در C. elegans و Drosophila که قبلا به آن ها اشاره شد دو نوع تقسیم نامتقارن را مشخص می‎کنند: نوزایی نامتقارن و تمایز نامتقارن. در نوزایی نامتقارن (مانند تقسیم نامتقارن نوروبلاست Drosophila)، تقسیم سلول بنیادی منجر به تشکیل یک سلول دختری متعهد می شود درحالی که سلول های دیگر پتانسیل سلول بنیادی را حفظ می کنند (شکل a۴). در مقابل، در تمایز نامتقارن، مانند SOP، دو سلول دختری متعهد با پتانسیل‎های متمایز ایجاد می شود که منجر به از دست دادن پتانسیل سلول بنیادی اولیه می شود (شکل b۴). علاوه بر تقسیم نامتقارن، تقسیم متقارن سلول می‎تواند با دو روش مختلف سرنوشت سلول بنیادی را کنترل کند: نوزایی متقارن و تمایز متقارن. در نوزایی متقارن، سلول بنیادی به دو سلول دختری یکسان که هر دو پتانسیل بنیادی سلول مادر را حفظ کرده اند تقسیم می شود (شکل c۴). در نهایت در تمایز متقارن، یک سلول بنیادی تقسیم شده و منجر به دو سلول دختری یکسان می شود که هر دو برای تمایز سرنوشت سلولی یکسان خواهند داشت (شکل d۴). به‎طور کلی، نوزایی متقارن می‎تواند ذخیره سلول بنیادی را افزایش دهد درحالی که نوزایی نامتقارن می تواند به‎طور هم‎زمان باعث ذخیره سلول های بنیادی و تسهیل تمایز گردد (Ho and Wagner, ۲۰۰۷; Pina and Enver, ۲۰۰۷).



شکل۵ روند تمایز سلول های بنیادی (Mayani, ۲۰۰۳)

عوامل رونویسی پرتوانی 

وجود عوامل پر توانی اولین بار به‎وسیله انتقال هسته سلول پیکری (SCNT)(۸۱) یا ادغام ESC با سلول های تمایز یافته اثبات شد (Ying et al., ۲۰۰۲; Do and Schöler, ۲۰۰۴; Cowan et al., ۲۰۰۵). عوامل رونویسی اصلی در پرتوانی فاکتورهای OCT۴(۸۲)، SOX۲(۸۳)، NANOG، (۸۴)KLF۴ وc-MYC هستد.
OCT۴(یا POU۵F۱) یک عضو از خانواده OCTعوامل رونویسی POU است که نقشی کلیدی در تنظیم پر‎توانی و تمایز سلول های بنیادی دارد (; Pesce and Schöler, ۲۰۰۰Pesce and Schöler, ۲۰۰۱). سلول های ES، EC و EG عامل رونویسی OCT۴را تا زمانی که تمایز نیافته‎اند، بیان می کنند. رویان های دارای نقص در OCT۴، در هنگام لانه گزینی(۸۵) می میرند. اگرچه تروفوبلاست(۸۶) تشکیل می شود، اما ICM وجود ندارد (Nichols et al., ۱۹۹۸). به‎منظور ایجاد پرتوانی لازم است میزان OCT۴ کنترل شود. زیرا افزایش غلظت این عامل نیز تمایز را القاء می کند (Niwa et al., ۲۰۰۰a).
خانواده SOX۲ مشابه OCT۳/۴ در حفظ پرتوانی دخالت دارند. علاوه براین SOX۲ در سلول های بنیادی تک توان و چند توان نیز بیان می‎گردد، درحالی که OCT۳/۴ فقط در سلول های بنیادی پر توان بیان می شود (Takahashi and Yamanaka, ۲۰۰۶; Yu et al., ۲۰۰۷). این عامل رونویسی در رویان های قبل از لانه گزینی(۸۷)، سلول های ES و EC انسانی و موشی بیان می شود (Botquin et al., ۱۹۹۸). SOX۲ همراه با OCT۴چندین ژن مرتبط با پر توانی مانند Nanog، Fgf۴ (Rodda et al., ۲۰۰۵)، Opn(۸۸)
(Botquin et al., ۱۹۹۸) و Lefty۱ (Nakatake et al., ۲۰۰۶) را تنظیم می کند. آزمایش ها نشان می دهند که اختلال عملکرد Sox۲ منجر به تمایز به تروفکتودرم و پلی پلوئیدی شدن(۸۹) ESCs موش می شود
(Li et al., ۲۰۰۷). Sox۲ در طی تکوین به ویژه در سلول های بنیادی عصبی نیز بیان می شود
(Miyagi et al., ۲۰۰۶).
NANOG یک عامل رونویسی است که نقشی ضروری در حفظ پر توانی و خودنوزایی در ESCs موشی و انسانی دارد (Hatano et al., ۲۰۰۵). این عامل در ESCs، PGCs و ICM بیش‎بیان و در سلول های بالغ(۹۰) و بافت های پیکری(۹۱) کاهش بیان را نشان می دهد (Chambers et al., ۲۰۰۳; Mitsui et al., ۲۰۰۳). ICM دارای نقص در NANOG اپی بلاست (۹۲) را نمی سازد و تنها سلول های شبه اندودرم جداری(۹۳) را تولید می کند. همچنین ESCs دارای NANOG ناکارا ویژگی پرتوانی و تمایز به دودمان اندودرم خارج رویانی(۹۴) را از دست می دهند (Zaehres et al., ۲۰۰۵).
خانواده KLF فرآیند های زیستی فراوانی را از قبیل تکثیر، تمایز، تکوین و آپوپتوز سلولی تنظیم می کنند. تحقیقات نشان می دهد که KLF۵ به‎طور مستقیم رونویسی OCT۳/۴ و NANOG را تنظیم می کند که آن ها به نوبه خود در تکثیر و حفظ پرتوانی ESCs دخالت دارند (Ghaleb et al., ۲۰۰۵). KLF۴ وKLF۲ از نظر عملی نقش زیادی در خودنوزایی و پر توانی ESCs دارند. آن ها همچنین می توانند بیان دیگر عوامل رونویسی مرتبط با پرتوانی ESCs را مانند NANOG، TC۱۱، ESRB، SA۱۱۴، TCF۳، MYCN و FBXO۱۵ تنظیم کنند. در یک مطالعه‎ نشان داده شد که KLFs به تنهایی برای خود نوزایی ESCs کافی نیست (Parisi et al., ۲۰۰۸). در ESCs، عوامل رونویسی KLFs در جایگاه های ژنومی ویژ ه‎ای قرار می گیرند و هر سه KLFs با هم ژن های هدف را تنظیم می کنند (Jiang et al., ۲۰۰۸).
عوامل رونویسی MYCشامل c-MYC، MYCN و MYCL می باشند. MYC همراه با MAX به DNA اتصال می یابد (Blackwood and Eisenman, ۱۹۹۱; Blackwell et al., ۱۹۹۳). مطالعات بر روی موش نشان داده که اعضای خانواده MYC یا MAX به تنهایی برای مراحل تکوین ابتدایی ضروری نیستند. همچنین MYCL برای همه مراحل رویان‎زایی(۹۵) ضروری نبوده (Hatton et al., ۱۹۹۶; Shen-Li et al., ۲۰۰۰) اما خودنوزایی و پرتوانی mESC و سلول های پرتوان رویان اولیه به طور حیاتی(۹۶) به بیان Myc وابسته است. آزمایش ها نشان دادند اختلال در ساختار c-MYC سبب مرگ رویان می شود (Davis et al., ۱۹۹۳). همچنین فقدان n-MYC در رویان سبب اختلال در تکوین عصب، قلب و ریه و سرانجام مرگ رویانی می گردد (Stanton et al., ۱۹۹۲; Nagy et al., ۱۹۹۸; Charron et al., ۱۹۹۲; Moens et al., ۱۹۹۲).
LIN۲۸ یک عامل رونویسی نیست اما در پرتوانی نقش دارد. این عامل دارای دو ناحیه اتصال به RNA می باشد (Moss et al., ۱۹۹۷) و در ژنوم پستانداران محافظت شده است (Moss and Tang, ۲۰۰۳). LIN۲۸ در ESCموشی، سلول های کارسینومای رویانی و بافت رویانی اولیه بیان می شود و بیان آن طی مراحل تکوین کاهش می یابد (Moss and Tang, ۲۰۰۳; Yang and Moss, ۲۰۰۳). همچنین کاهش بیان آن در طی مراحل تمایز hESCs گزارش شده است (Darr and Benvenisty, ۲۰۰۹).

سلول های کارسینومای شبه رویانی 

تراتوکارسینوما ها(۷۴)، زیر مجموعه‎ای از تومور های سلول زاینده (GCTs)(۷۵) هستند که یک الگوی مناسب برای درک مفهوم سلول بنیادی سرطانی را فراهم می کنند. آن ها تومور های بسیار بدخیمی هستند که علاوه بر سلول های کارسینومای شبه جنینی (EC)، یک آرایه سازماندهی نشده از سلول های پیکری و خارج رویانی را نیز شامل می شوند. سلول های EC، سلول های بنیادی از این نوع سرطان ها هستند که توانایی خودنوزایی و تمایز به انواع متعددی از سلول ها را دارند.
Kleinsmith و Pierce در آزمایش هایی نشان دادند که پیوند تنها یک سلول EC به موش میزبان جدید باعث ایجاد تومور می شود (Kleinsmith and Pierce, ۱۹۶۴). مطالعات بیشتر در دهه ۱۹۷۰ نشان داد که بین سلول های EC مشتق از تراتوکارسینومای موش و سلول های ICM پر توان مرحله بلاستوسیست رویان موش ارتباط نزدیکی وجود دارد (Jacob, ۱۹۷۸). این امر، با فهمیدن چگونگی کشت و شناسایی سلول های EC در شرایط in vitro و نیز با جداسازی ESCs از سلول های ICM رویان موش در سال ۱۹۸۱ بیشترمورد توجه قرار گرفت (شکل ۱۰) (Evans and Kaufman, ۱۹۸۱Martin, et al., ۱۹۸۱;).
از لحاظ آسیب‎شناسی، GCTs انسان و موش تفاوت های چشمگیری دارند. همچنین ویژگی های سلول های EC انسانی و موشی با هم متفاوت است. به‎عنوان مثال، سلول های EC انسانی می توانند به تروفوبلاست تمایز یابند درحالی که این امر به‎طور معمول در سلول های EC موشی اتفاق نمی افتد (Andrews et al., ۱۹۹۶). علاوه براین، آن ها الگو های متفاوتی از بیان آنتی ژن های سطحی دارند به‎عنوان مثال، سلول های EC انسانی به‎طور عادی آنتی ژن های گلیکولیپیدی SSEA۳ و SSEA۴، آنتی ژن های پروتئوگلیکانی TRA-۱-۶۰، TRA-۱-۸۱، GCTM۲، آنتی ژن های پروتئینی THY۱ و MHC-I را بیان می کنند. در مقابل، سلول های EC موشی SSEA-۱را بیان کرده و سایر نشانگر ها را بیان نمی کنند (Andrews et al., ۱۹۹۶).
از طرف دیگر شباهت هایی بین سلول های EC موشی و انسانی وجود دارند. به‎عنوان مثال، عامل رونویسی OCT۴ در هر دو نوع سلول بیان شده و میزان آن در هنگام تمایز کاهش می یابد. در سلول های EC انسان کاهش(۷۶) بیان OCT۴ به کمک (RNAi(۷۷ منجر به تمایز این سلول ها به تروفکتودرم(۷۸) می شود (Niwa et al., ۲۰۰۰; bMatin et al., ۲۰۰۴). سلول های EC کلونی تشکیل داده و از لحاظ ریخت شناسی نسبت هسته به سیتوپلاسم بزرگی را نشان می دهند (Andrews, ۲۰۰۲). سلول های EC اغلب تنها یک ظرفیت محدود برای تمایز دارند، و بسیاری رده های سلولی EC به طور کامل این توانایی را از دست می دهند. این رده های سلولی را نولی پوتنت(۷۹) می نامند. همچنین چندین رده EC انسانی وجود دارند که پر توان می باشند. برخی از این سلول ها جهت حفظ ویژگی پر توانی به یک لایه مغذی نیاز دارند. بسیاری از سلول هایEC، به‎ویژه در انسان، از لحاظ کاریوتیپ نرمال نیستند (Wang et al., ۱۹۸۰).
برخی مطالعات نشان داد ه‎اند که کشت طولانی مدت سلول های ES انسانی در شرایط in vitro، سبب تغییرات کاریوتیپ می شود که این تغییرات مشابه سلول های EC می باشد. آن ها همچنین در محیط کشت سازگار می شوند به این مفهوم که با سرعت بیشتری تکثیر شده و در کشت قابلیت نگهداری آن ها با گذشت زمان آسان تر می شود. به‎علاوه، نشان داده شده است وقتی این سلول های سازگار شده به موش(۸۰) تزریق شوند، باعث ایجاد تراتوکارسینوما می شوند که خود دارای سلول های بنیادی قابل تشخیص است. پس از قرار گرفتن تومور در محیط کشت، این سلول ها رشد کرده و ویژگی های سلول ES ابتدایی را نشان دادند. سلول های ES سازگار شده همانند سلول های EC بدخیم بودند (Andrews et al., ۲۰۰۵). از سلول های EC برای مطالعه تکوین و تمایز سلول های انسانی در شرایط in vitro استفاده می شود. رده های سلولی hEC در شرایط in vitro قابلیت تمایز چند دودمانی دارند اما به علت منشا توموری، متاسفانه اغلب آن ها آنیوپلوئید هستند که آن ها را برای سلول درمانی نامناسب می سازد (Andrews, ۲۰۰۲).

بافت های جنینی 

MSCs

MSCs جدا شده از بافت های جنینی مانند خون، کبد، مغز استخوان، ریه و پانکراس همگی ویژگی های مشترکی را نشان می دهند؛ به طور مثال نشانگر های مربوط به استروما(۹۷) مانند CD۲۹ (β۱-integrin)، CD۷۳ (SH۳ وSH۴)، CD۱۰۵ (SH۲)، CD۴۴ (HCAM۱)، نشانگر سلول های اجدادی مغز استخوان اولیه (CD۹۰ یا THY-۱) و پروتئین های ماتریکس خارج سلولی مانند ویمنتین، لامینین و فیبرونکتین را بیان می کنند (Guillot et al., ۲۰۰۶; Guillot et al., ۲۰۰۷a). MSCs جدا شده از خون، کبد و مغز استخوان جنین در سه ماهه اول(۹۸)، برخلاف MSCs گرفته شده از مغز استخوان بالغ، نشانگر های پرتوانی مانند OCT۴، NANOG، REX-۱، SSEA-۳، SSEA-۴، TRA-۱-۶۰ و TRA-۱-۸۱ را به میزان پایه ای(۹۹) بیان می کنند (Guillot et al., ۲۰۰۷b; Zhang et al., ۲۰۰۹b). خودنوزایی MSCs جنین در سه ماهه اول – صرف نظر از اینکه از چه بافتی منشا گرفته باشد- در محیط کشت بیشتر از MSCs بالغ است (۳۵-۳۰ پاساژ در مقابل ۱۰۰-۸۰ پاساژ) و این سلول ها دیرتر دچار پیری می شوند (Guillot et al., ۲۰۰۷b).

HSCs

HSCs سلول های بنیادی چندتوانی هستند که از طریق ایجاد همه سلول های خون ساز، خون سازی را در سراسر دوره جنینی و دوره زندگی فرد بالغ حفظ می کنند (Weissman and Shizuru, ۲۰۰۸). این سلول ها بواسطه بیان آنتی ژن های CD۳۴ و CD۴۵ و عدم بیان نشانگرهایی مانند CD۳۸ و HLA/DRE در سطح سلول، شناخته می شوند (Taylor et al., ۲۰۰۲; Huss, ۲۰۰۰). در طی دوران بارداری بیشترین میزان سلول های خونی +CD۳۴ در خون جنین در سه ماهه اول وجود دارد به‎طوری که در این دوران ۵ درصد از سلول های +CD۴۵ این نشانگر را بیان می کنند (Campagnoli et al., ۲۰۰۱). در طی سه ماهه های دوم و سومِ بارداری، میزان این سلول ها کمتر می شود که به طور احتمالی نشان دهنده انتقال فرآیند خون‎سازی به مغز استخوان است (Wagers et al., ۲۰۰۲; Jones et al., ۱۹۹۴) HSCs خون جنینی بسیار سریع تر از HSCs که در خون بندناف یا مغز استخوان بالغ حضور دارند، تکثیر می شوند و تمام رده های سلول های خون ساز را ایجاد می کنند (Campagnoli et al., ۲۰۰۱). HSCs در کبد جنینی هم حضور دارند. فنوتیپ این سلول ها در کبد جنینی در طی بارداری تغییر می کند. برای مثال در طی بارداری، ظرفیت تمایزی آن ها به‎طور قابل توجهی کاهش‎یافته و در سه ماهه اول جنینی سلول هایی که هر دو نشانگر CD۳۴ و c-KIT (CD۱۱۷) را بیان می کنند، وجود دارند. درحالیکه سلول های بیان کننده نشانگر های کبدی متعهدتر(۱۰۰) فقط در طی سه ماهه دوم جنینی ظاهر می شوند (Nava et al., ۲۰۰۵).

خون بندناف

بندناف حاوی ۸۰-۶۰ میلی لیتر خون است که این خون دارای سلول های بنیادی متنوعی است
(Weiss and Troyer, ۲۰۰۶) که مقادیر پایه ای نشانگر های سلول های بنیادی رویانی از قبیل OCT۴، NANOG، SSEA-۳ و SSEA-۴ را بیان می کنند (Zhao et al., ۲۰۰۶). این سلول ها تحت عنوان سلول های بنیادی شبه جنینی بسیار کوچک(۱۰۱) شناخته می شوند. زیرا نشانگرهای ذکر شده را بیان کرده و تنها ۵-۳ میکرومتر قطر دارند (Zuba-Surma et al., ۲۰۱۰Kucia et al., ۲۰۰۷;). این سلول ها در مقایسه با MSCs کوچکتر بوده، نسبت هسته به سیتوپلاسم بیشتری داشته و کروماتین بازتری دارند(Kucia et al., ۲۰۰۶b). سلول های بنیادی موجود در خون بندناف در طی ۵-۴ روز کشت، شکل شناختی شبه فیبروبلاستی(۱۰۲) نشان داده و به‎وسیله میکروسکوپ قابل تشخیص هستند (Verneris and Miller, ۲۰۰۹). این سلول های بنیادی شامل ۴ نوع سلول می باشند:

۱. ESCs مشتق شده از خون بندناف (CB-ESCs): این سلول ها تعداد کم و انداز های کوچک داشته که جداسازی آن ها را دشوار می کند (Zuba-Surma et al., ۲۰۱۰) آن +CD۳۴+، CD۱۳۳و +CXCR۴ بوده و نشانگر های جنینی مانند OCT۴، NANOG و SSEA-۴ را بیان می کنند
(Kucia et al., ۲۰۰۶a). به نظر می‎رسد که می توانند پیش ساز های خون ساز اولیه و نهایی، پیش ساز های MSCs و سلول های اندوتلیال، را ایجاد کرده و این ظرفیت را دارند که تمام بافت ها و اندام ها را بازسازی کنند (Martins et al., ۲۰۰۹; Weiss and Troyer, ۲۰۰۶).
۲. MSCs مشتق شده از خون بندناف (CB-MSCs): باور عمومی بر این است که این گروه از سلول ها مناسب ترین منبع برای عمل پیوند(۱۰۳) هستند (Parekh et al., ۲۰۰۹; Sueblinvong and Weiss, ۲۰۰۹). این سلول ها قادرند به کندروسیت ها، استئوسیت ها، سلول های چربی، سلول های عصبی و مزودرم احشایی(۱۰۴) تمایز یابند (Kode et al., ۲۰۰۹; Jurga et al., ۲۰۰۹). CB-MSCs پس از جداسازی و کشت، نشانگر های CD۳۴، CD۱۴، CD۴۵ را از دست داده و نشانگر های CD۱۰۶، CD۵۴، SH۲، SH۳ و SH۶ را بیان می کنند (Sensebé and Bourin, ۲۰۰۹). علاوه براین، این سلول ها می‎توانند برای سلول درمانی استفاده شوند (El Omar et al., ۲۰۱۴; Fan et al., ۲۰۱۱).
۳. HSCs مشتق شده از خون بندناف (CB-HSCs): این گروه از سلول ها مناسب ترین منبع برای عمل پیوند به‎منظور درمان بیماری های خونی هستند (Ljungman et al., ۲۰۱۰). آن ها قادرند که علاوه بر اجزای خونی به بافت های مغز استخوان نیز تمایز یابند (Tyndall et al., ۲۰۰۷). CB-HSCs نشانگر های FLK۱، VEGFR۲، نشانگر مزودرمی Brachyury، OCT۴ (Lancrin et al., ۲۰۱۰) و CD۴۱ را بیان می کنند (Martins et al., ۲۰۰۹; Klimchenko et al., ۲۰۰۹; Ansari et al., ۲۰۰۳Keir et al., ۲۰۰۶;).
۴. EPCs مشتق شده از خون بندناف (CB-EPCs): این گروه از سلول ها برای بازسازی فرآیند رگ زایی مناسب هستند (Nagano et al., ۲۰۰۷). سلول درمانی وابسته به EPC به علت کمبود این سلول ها در خون محیطی، محدود است (Uzan et al., ۲۰۰۹). اما خون بندناف دارای مقادیر بسیار بیشتری از EPCs است. این سلول ها +CD۳۴ و -CD۱۴هستند و همچنین STAT۳، c-KIT، CXCR۴ و OCT۴ را بیان می کنند.

ژل وارتون

ژل وارتون(۱۰۵) بافتی پیوندی است که اطراف رگ های بندناف(۱۰۶) را می پوشاند و شامل سه ناحیه ی perivascular، intervascular و subamnion است (Troyer and Weiss, ۲۰۰۸) که هر سه‎بخش، دارای MSCs هستند (Karahuseyinoglu et al., ۲۰۰۷). MSCs جدا شده از ژل وارتون از نظر ظرفیت تمایزی و تولید سیتوکین ها ویژگی های مشابهی با MSCs خون بندناف و همچنین MSCs مغز استخوان بالغ، نشان می دهند (McElreavey et al., ۱۹۹۱; Wang et al., ۲۰۰۴; Anzalone et al., ۲۰۱۰). به‎منظور جداسازی این سلول ها، از روش‎های کشت بافت و هضم آنزیمی استفاده می‎گردد(Nagamura-Inoue and He, ۲۰۱۴).

جفت

جفت(۱۰۷) یک اندام مادری- جنینی است که در دوران جنینی در جذب مواد غذایی، انتقال مواد دفعی و تبادل گاز ها با مادر نقش داشته و دارای دو بخش است: بخش جنینی (شامل آمنیون و کوریون) و بخش مادری. لایه آمنیون دارای دو نوع سلول است. نوع اول سلول های اپی تلیال آمنیوتیک (AECs)(۱۰۸) نام داشته و از اپی بلاست(۱۰۹) مشتق می شوند و نوع دوم سلول های بنیادی استرومایی مزانشیمی آمنیون (AMSCs)(۱۱۰) هستند که از هیپوبلاست(۱۱۱) مشتق می شوند. لایه کوریون دارای سلول های بنیادی استرومایی/مزانشیمی کوریونی (CMSCs)(۱۱۲)، سلول های تروفوبلاستی کوریون و HSCs می باشد (Parolini et al., ۲۰۰۸).

مایع آمنیوتیک

مایع آمنیوتیک در سال های اخیر به‎عنوان یک منبع مهم برای سلول های بنیادی پرتوان مطرح شده است چرا که فاقد بسیاری از مشکلات مربوط به سلول های بنیادی رویانی مانند عدم امکان استفاده اتولوگ (پیوند زدن به خود فرد دهنده)، بالا بودن ظرفیت تومورزایی و مشکلات اخلاقی است. از مایع آمنیوتیک انواع مختلفی از سلول های بنیادی جداسازی و تعیین هویت شد ه اند، مانند سلول های بیان کننده نشانگر خون سازی CD۳۴ (Da Sacco et al., ۲۰۱۰)، و همچنین سلول هایی که قادرند با سرعت بیشتری نسبت به سلول های جنینی و بالغ نظیرشان، تکثیر یابند (Nadri and Soleimani, ۲۰۰۷; Roubelakis et al., ۲۰۰۷; Sessarego et al., ۲۰۰۸; Kaviani et al., ۲۰۰۱In 't Anker et al., ۲۰۰۳; Noort et al., ۲۰۰۳;). MSCs مشتق شده از مایع آمنیوتیک فاقد نشانگر های خون ساز مانند CD۴۵، CD۳۴ و CD۱۴ هستند
(Prusa et al., ۲۰۰۳; Prusa and Hengstschlager, ۲۰۰۲;Tsai et al., ۲۰۰۴). این سلول ها برخلاف رشد سریع شان کاریوتیپ طبیعی داشته و در شرایط in vivo تومور ایجاد نمی کنند
(Kolambkar et al., ۲۰۰۷; Tsai et al., ۲۰۰۷).
De Coppi و همکارانش سلول هایc-KIT+ را که نزدیک به یک درصد از سلول های موجود در مایع آمنیوتیک در سه ماهه ی دوم هستند، جداسازی کرده و آن ها را سلول های بنیادی مایع آمنیوتیک (AFSs)(۱۱۳) نامیدند. این سلول ها تلومر های طویلی دارند، تومورزا نیستند، زمان مضاعف شدنی(۱۱۴) نزدیک به ۳۶ ساعت داشتند، بدون لایه مغذی رشد می کردند و کاریوتیپ طبیعی خود را تا بیش از ۲۵۰ بار مضاعف شدن حفظ می کردند (De Coppi et al., ۲۰۰۷). سلول هایAFS انسانی نشانگر های سلول های بنیادی (به‎عنوان مثال OCT۴، NANOG و SSEA۴)، سلول های مزانشیمی (مانند CD۹۰، CD۱۰۵ و CD۷۳) و برخی مولکول های چسبنده مانند CD۲۹ و CD۴۴ را بیان می کنند (Tsai et al., ۲۰۰۷; Chambers et al., ۲۰۰۷). تقریباً تمام رده های سلولی AFS نشانگر های پرتوانی OCT۴ و NANOG را بیان کرده و توانایی تمایز به سلول های هر سه لایه ی جنینی را دارا می باشند (De Coppi et al., ۲۰۰۷). رده های سلولی از AFS انسانی که c-KIT+ هستند، می توانند اجسام شبه جنینی (EBs) ایجاد کنند. تشکیل EB با کاهش در بیان OCT۴ و افزایش بیان نشانگر های تمایزی مانند PAX-۶، NESTIN، GATA۴ و HBE۱ همراه است (Valli et al., ۲۰۰۹). EBs به دلیل داشتن ظرفیت بالا برای استفاده در طیف وسیعی از درمان های ترمیمی و مهندسی بافت و همچنین نداشتن مشکلات اخلاقی، منبع مناسبی برای استفاده در سلول درمانی هستند (Atala, ۲۰۰۹).

AECs

این سلول ها به‎طور معمول به‎وسیله تخریب آنزیمی لایه آمنیون به دست می آیند. شواهد نشان می دهد که آن ها نشانگر های پرتوانی را بیان کرده و این توانایی را دارند که همراه با سلول های ES موشی، کایمر ایجاد کنند (Tamagawa et al., ۲۰۰۴). مطالعات نشان داده است که AECs اگرچه قادرند در شرایط
in vitro به سلول های هر سه لایه جنینی تمایز یابند، بر خلاف ESCs، پس از تزریق به موشSCID، تومور ایجاد نمی کنند (Miki et al., ۲۰۰۵).

سلول های استرومایی/ مزانشیمی مشتق از آمنیون و کوریون

MSCs از تمام بخش های جفت قابل جداسازی است. MSCs آمنیونی و کوریونی ویژگی های مشترکی دارند. به‎عنوان مثال هر دو بر خلاف ظرفیت تکثیر محدود، می توانند در شرایط in vitro به رده های سلولی استخوان ساز، چربی ساز، غضروف ساز و عصب ساز تمایز یابند. از آنجا که جفت حجم زیادی داشت (جفت انسان به طور متوسط ۵۹۰ گرم وزن دارد) و بسیاری از مشکلات اخلاقی ESCs را ندارد، منبع خوبی برای سلول های بنیادی محسوب می شود (Bolisetty et al., ۲۰۰۲). این سلول ها فنوتیپ سطحی مشابهی داشته و نشانگر های استرومایی CD۱۶۶، CD۱۰۵، CD۷۳، CD۹۰ و.... را بیان می کنند، ولی برای نشانگر های خون سازی مانند CD۱۴، CD۴۵ و CD۳۴ منفی هستند. آن ها نشانگر های پرتوانی، مانند OCT۴، NANOG، SSEA۴، SSEA۳، TRA-۱-۶۰ و TRA-۱-۸۱ را نیز بیان می کنند (Battula et al., ۲۰۰۷Yen et al., ۲۰۰۵;).

سلول های بنیادی بزرگسالان

سلول های بنیادی بزرگسالان(۱۱۵) که سلول های بنیادی بافتی(۱۱۶) نیز نامیده می شوند، به دلیل مرحله ی تکوینی که در آن قرار دارند نسبت به سلول های بنیادی که از رویان یا جنین مشتق می شوند پتانسیل تمایزی کمتری داشته و اکثر آن ها چندتوان(۱۱۷) هستند (Barrilleaux et al., ۲۰۰۶). این سلول ها در ترمیم و بازسازی موضعی بافت ها نقش اساسی دارند. آن ها نشانگر های اختصاصی سلول های بنیادی مانند CD۱۳۳، CD۴۴، KIT، ناقل‎ هایABC و SCA-۱ را بیان کرده، تلومراز فعال دارند و فعالیت آلدهید دهیدروژناز در آن ها قابل ملاحظه است (Bunting et al., ۲۰۰۲; Challen and Little, ۲۰۰۶; Larderet et al., ۲۰۰۶; Ginestier et al., ۲۰۰۷;). این سلول ها در بافت های مختلف بدن حضور دارند.
استفاده از سلول های بنیادی بزرگسالان در تحقیقات و درمان، به اندازه سلول های بنیادی رویانی مجادله آمیز نیست، زیرا به دست آوردن این سلول ها نیازمند تخریب جنین نمی باشد. همچنین در برخی موارد می توان این سلول ها را از فرد بیمار، جداسازی کرده و برای درمان او استفاده نمود که در این صورت مشکل پس زدن بافت هم وجود نخواهد داشت.

برنامه نویسی مجدد سلول 

از آنجایی که منابع سلول های بنیادی پرتوان محدود بوده و به‎دست آوردن این سلول ها بسیار دشوار است، جهت ابداع روش هایی برای ایجاد سلول های پرتوان از سلول های پیکری، تلاش های متعددی انجام شد. در ادامه به بررسی این روش ها خواهیم پرداخت.

انتقال هسته سلول پیکری (SCNT)(۱۱۸)

کلون کردن گوسفند دالی توسط SCNT -که فرآیندی است که در آن هسته یک سلول اووسیت برداشته شده و هسته ی یک سلول پیکری به جای آن قرار داده می شود- نشان داد که مواد موجود در اووسیت پستانداران برای تبدیل هسته ی یک سلول تمایز یافته به حالت همه توان، کافی است (Wilmut et al., ۲۰۰۷). گرفتن سلول های ES انسانی از بخش ICM(۱۱۹) بلاستوسیست و امکان تمایز آن ها به سلول های اختصاصی بافتی این امید را ایجاد نموده است که SCNT می تواند برای تولید سلول های بنیادی رویانی اختصاصی هر شخص، مورد استفاده قرار گیرد. اما استفاده از SCNT برای مصارف درمانی هنوز با چالش هایی همراه بوده و استفاده از آن در سطح پریمات های غیرانسانی(۱۲۰) محدود مانده است (Byrne et al., ۲۰۰۷; Byrne, ۲۰۰۸).
رده های سلول های بنیادی پرتوانی که DNA هسته ای آن ها با یک شخص خاص مطابقت دارد، دارای چندین مزیت علمی هستند. در شرایط in vitro این سلول ها می توانند به‎عنوان مدل های بیماری ها به‎کار روند، و برای بررسی پاتوفیزیولوژی بیماری ها و رسیدن به درمان های جدید مورد استفاده قرار گیرند. از رده های سلولی همسان با افراد خاص، به‎طور بالقوه می توان به‎منظور پیوند سلول های بنیادی نیز بهره جست. یک روش جهت ایجاد این چنین رده هایی، روش SCNT است. در SCNT، بعد از انتقال DNA هسته ای از یک سلول‎دهنده به تخمکی که هسته آن حذف شده است، یک سلول باز برنامه نویسی شده به دست می آید. هرچند ایجاد رده های سلول های بنیادی SCNT انسانی از لحاظ علمی تا به امروز غیرممکن نبوده، اما از لحاظ اخلاقی موضوعی بحث برانگیز است (شکل ۱۱).

سلول های بنیادی پرتوان القایی(iPSCs)

SCNT نشان داد که فاکتور های موجود در سیتوپلاسم اووسیت می توانند باعث برنامه نویسی مجدد(۱۲۱) یک سلول پیکری شوند. مطالعات بعدی نشان دادند که با الحاق کردن سلول پیکری به یک سلول EC، EG و یا ES نیز ویژگی پرتوانی ایجاد می شود. این پدیده نشان داد که در این سلول ها نیز فاکتور های مورد نیاز با فعالیتی تقریباً مشابه با سلول اووسیت، وجود دارند (Miller and Ruddle, ۱۹۷۶ Miller and Ruddle, ۱۹۷۷b; Tada et al., ۱۹۹۷; Miller and Ruddle, ۱۹۷۷a; Tada et al., ۲۰۰۱; Cowan et al., ۲۰۰۵; Yu et al., ۲۰۰۶). پس از آن دو گروه به‎طور مستقل توانستند فاکتور های برنامه نویسی مجدد را کشف کنند. ۱) گروه Yamanaka، که ۴ فاکتور OCT۴، SOX۲، c-MYC و KLF۴ را برای برنامه نویسی مجدد سلول های فیبروبلاست موشی کافی دانستند و فیبروبلاست های باز- برنامه نویسی شده حاصل را، سلول های iPS(۱۲۲) نامیدند. پس از آن گروه های دیگر با استفاده از سلول های بافت های دیگر موش، کار Yamanakaرا تایید کردند (Maherali et al., ۲۰۰۷; Okita et al., ۲۰۰۷; Wernig et al., ۲۰۰۷). سپس سلول های تمایز یافته ی انسانی نیز با این روش و با موفقیت به سلول های پرتوان تبدیل شدند (Takahashi et al., ۲۰۰۷; Lowry et al., ۲۰۰۸; Park et al., ۲۰۰۷). ۲) گروه Thomson، که با سلول های انسانی کار می کردند و نشان دادند که فاکتور های OCT۴، SOX۲، NANOG و LIN۲۸ برای برنامه نویسی مجدد سلول های انسانی کافی هستند. در نتایج این گروه بنظر می رسید OCT۴ و SOX۲ برای باز-برنامه نویسی ضروری بوده ولی دو فاکتور دیگر به میزان زیاد (NANOG) یا کم (LIN۲۸) بازده را افزایش می دهند (Yu et al., ۲۰۰۷).



شکل ۱۱ جداسازی، تولید و کشت سلول های بنیادی پرتوان (Brignier and Gewirtz, ۲۰۱۰)

iPSCs انسانی ویژگی های مشابه با hESCs نشان می دهند. آن ها ژن ها و آنتی ژن های سطحی اختصاصی hESCs را بیان کرده و قادرند در شرایط in vitro به رده های سلولی مختلف تمایز یابند. همچنین پس از تزریق به موش SCIDتراتوما ایجاد می کنند. با این وجود احتمال ایجاد تومور در سلول های ناشی از iPS در موش کایمر زیاد بود که علت آن می تواند بیان زیاد ژن c-Myc باشد (Maherali et al., ۲۰۰۷; Okita et al., ۲۰۰۷; Wernig et al., ۲۰۰۷; Wernig et al., ۲۰۰۸). این مشاهده باعث ایجاد شُبهه در استفاده بالینی از iPSCs شد (Lanza, ۲۰۰۷). پس از آن مطالعات نشان دادند که OCT۴، SOX۲ و KLF۴ برای برنامه نویسی مجدد سلول های پیکری انسان و موش کافی هستند. ولی در مقایسه با زمانی که بیان c-Myc را افزایش می دهند، بازده کمتری دارند (Nakagawa et al., ۲۰۰۷). به این ترتیب می توان c-Myc را حذف نمود تا نگرانی‎های ایجاد شده برطرف گردد (شکل ۱۱).

چالش‎ ها و موانع در مطالعات سلول های بنیادی 

استفاده از سلول های بنیادی همواره با چالش هایی همراه بوده، که مباحث علمی ، مشکلات بالینی، ایمنی و همچنین بحث های اخلاقی را شامل می شود. در این میان شاید بزرگترین چالش، موانع اخلاقی باشد؛ چرا که تصمیم گیری در این مورد اغلب سلیقه ای بوده و متناسب با اعتقادات، باور ها و فرهنگ جوامع متفاوت است. ضمن اینکه افراد در مورد آن اغلب متعصبانه برخورد می کنند، از این‎رو رسیدن به یک نظر جامع بسیار دشوار است. به‎دلیل اهمیت بالای این موضوعات، در این بخش به بررسی این موانع می پردازیم.

نگرانی های موجود درباره سلول های بنیادی رویانی 

مطالعه سلول های بنیادی رویانی انسان از لحاظ اخلاقی و سیاسی بحث برانگیز است؛ زیرا نیازمند تخریب رویان انسان می باشد. برخی از مردم عقیده دارند که رویان نیز یک انسان بوده و وضعیت معنوی مشابه با فرد بالغ یا یک کودک متولد شده دارد. آن ها به عنوان یک باور مذهبی و عقیده اخلاقی، معتقدند که زندگی انسان پس از لقاح گامت ها، شروع می شود. بنابراین یک رویان نیز یک انسان است. مطابق با این دیدگاه، گرفتن یک بلاستوسیست و برداشتن ICM جهت جداسازی یک رده سلول بنیادی رویانی، معادل با قتل است. عده دیگری در مورد وضعیت معنوی رویان دیدگاه متفاوتی دارند. آن ها معتقدند که تبدیل شدن یک رویان به انسان به لحاظ معنوی در مرحله دیگری از تکوین روی می دهد. از این‎رو اعتقاد دارند که رویان یا بلاستوسیست تنها یک گروه معمولی از سلول ها هستند که برای تحقیقات می توان بدون هیچ محدودیتی از آن ها استفاده کرد. بسیاری از مردم اعتقادی میانه دارند به این صورت که رویان اولیه سزاوار احترام خاصی است، زیرا پتانسیل انسان شدن را دارد. اما استفاده از آن برای انواع خاصی از پژوهش ها مشروط بر داشتن توجیه علمی ، دقت کافی و کسب رضایت آگا هانه زوج اهداکننده رویان است. اغلب پس از پایان درمان های ناباروریِ زوج ها، از آن ها رویان های فریز شد ه ای باقی می ماند، که بعضی زوج ها بجای از بین بردن آن ها، این رویان های باقی مانده را جهت پژوهش اهدا می کنند (Lo and Parham, ۲۰۰۹).

نگرانی‎های موجود دربارهSCNT 

۱. اعتراض به ایجاد جنین مخصوص تحقیقات. بعضی از مخالفان SCNT بر این باورند که ایجاد جنین با قصد استفاده برای تحقیقات و از بین بردن آن بدین منظور، نقض احترام به زندگی انسانِ پیدایش یافته است.
۲. اعتراض به تولید انسان با استفاده از SCNT. اعتراض هایی برای استفاده از SCNT برای تولید انسان وجود دارد. مثلا ممکن است به دلیل بروز خطا در طی برنامه‎ریزی مجدد مواد ژنتیکی، رویان های کلون شده موفق ن شوند ژن های رویانی کلیدی را فعال کنند. بدین‎ترتیب بیان صد ها ژن از کلون های تازه متولد شده دچار اختلال شده و خطر بروز نقص های مادرزادی شدید افزایش می یابد(Jaenisch, ۲۰۰۴).
حتی اگر SCNT بتواند به‎طور مناسب در انسان انجام شود نیز بعضی اعتراض‎ها وجود دارند که این عمل شان انسانی را بی حرمت ساخته و ارزش های سنتی، معنوی، دینی و فرهنگی را از بین می برد. یک کودک کلون شده تنها یک والد ژنتیکی خواهد داشت و با آن والد همسان خواهد بود. از این دیدگاه، شبیه سازی منجر به این می شود که کودکان بیشتر از این که موهبتی باشند که والدین آن ها را همان طورکه هستند بپذیرند، به‎عنوان محصولات یک فرآیند طراحی شده، تلقی شوند. علاوه براین، شبیه سازی مرز های طبیعی بین نسل ها را مختل خواهد کرد. بنابراین، شبیه سازی به‎منظور تولید نسل از لحاظ اخلاقی اشتباه و در تعدادی از کشور ها نیز غیرقانونی می باشد. برخی افراد بر این باورند که از آنجا که روش SCNT می تواند برای تولید مثل استفاده شود، باید توسعه و استفاده از آن برای پژوهش های پایه ای نیز ممنوع شود (Lo and Parham, ۲۰۰۹).
۳. استفاده از تخمک حیوانات جهت ایجاد رده های SCNT با استفاده از DNAانسان. به علت کمبود تخمک انسانی برای پژوهش های SCNT، برخی از دانشمندان تمایل دارند از تخمک های غیرانسانی جهت به‎دست آوردن رده هایی با DNA هسته ای انسان، استفاده کنند. ایجاد چنین رویان هایی که هیبرید سیتوپلاسمیک(۱۲۳) خوانده می شوند، نگرانی های اخلاقی دیگری را نیز ایجاد می کنند.

نگرانی های موجود درباره iPSCs 

DNA رده های سلولی iPS با سلول دهنده مطابقت داشته، از این‎رو این سلول ها می توانند به‎عنوان مدل های بیماری و یا برای پیوند آلوژنیک مورد استفاده قرار گیرند. رده های سلولی iPS اولیه در اثر وارد کردن ژن های کد کننده ی فاکتور های رونویسی، با استفاده از وکتور های رتروویروسی، به‎دست آمدند. محققان تلاش کردند نگرانی های در مورد قرار دادن انکوژن ها و همچنین ایجاد شدن جهش های الحاقی را از بین ببرند. در این ارتباط باز- برنامه نویسی موفق بدون انکوژن های شناخته شده و با استفاده از وکتور های آدنوویروسی بجای وکتور های رتروویروسی، انجام شده است. مشاهدات اخیر نشان دادند که می توان فیبروبلاست های رویانی انسانی را با استفاده از یک پلاسمید دارای کاست برنامه نویسی مجدد متصل به پپتید(۱۲۴) به حالت پرتوان تبدیل کرد (Kaji et al., ۲۰۰۹;Woltjen et al., ۲۰۰۹). در این صورت نه تنها برنامه نویسی مجدد بدون استفاده از یک ویروس انجام می شود، بلکه می توان پس از برنامه ریزی مجدد، عامل ترنس ژن را حذف کرد. هدف نهایی در اینجا القای پرتوانی بدون دستکاری ژنتیکی است. بازده ایجاد این سلول ها نیز پایین است ولیکن می توان با استفاده از ریزمولکول ها(۱۲۵) که برخی مسیر های پیام رسانی را تحت تاثیر قرار می دهند، یا سبب تغییرات اپی ژنتیکی می شوند، ایمنی و بازده ایجاد iPSCs را افزایش داد (Nakhaei-Rad et al., ۲۰۱۱;Rezanejad and Matin, ۲۰۱۲).
در مورد iPSCs بحث های اخلاقی چالش برانگیزِ مشابه با پژوهش های سلول های بنیادی رویانی، وجود ندارد. زیرا در آن از رویان یا تخمک استفاده نمی شود. به علاوه از آنجایی که بیوپسی گرفتن از اندام هایی مانند پوست جهت به‎دست آوردن سلول های پیکری خیلی تهاجمی نیست، در این رویکرد نگرانی های کمتری درمورد خطر برای اهداکنندگان در مقایسه با خطرات موجود دراهدای تخمک وجود دارد.
تحقیقات بر روی سلول های بنیادی انسانی اگرچه فرصت های امید بخشی برای پیشرفت های علمی و درمان های جدید ارائه می دهد یکسری مسائل پیچیده اخلاقی و سیاسی نیز ایجاد می کند. نیاز است این مسائل همراه با چالش های علمی مورد توجه قرار گیرند تا از انجام این تحقیقات به شیوه ی مناسب اخلاقی اطمینان حاصل شود.

منابع 

Abdulrazzak, H., Moschidou, D., Jones, G. and Guillot, P. V. (2010). Biological characteristics of stem cells from foetal, cord blood and extraembryonic tissues. Journal of the Royal Society Interface 7 (Suppl 6): S689-S706.
Andrews, P., Matin, M., Bahrami, A., Damjanov, I., Gokhale, P. and Draper, J. (2005). Embryonic stem(ES) cells and embryonal carcinoma (EC) cells: opposite sides of the same coin. Biochemical Society Transactions 33 (6): 1526-1530.
Andrews, P. W. (2002). From teratocarcinomas to embryonic stem cells. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences 357 (1420): 405-417.
Andrews, P. W., Banting, G., Damjanov, I., Arnaud, D. and Avner, P. (1984). Three monoclonal antibodies defining distinct differentiation antigens associated with different high molecular weight polypeptides on the surface of human embryonal carcinoma cells. Hybridoma 3 (4): 347-361.
Andrews, P. W., Casper, J., Damjanov, I., Duggan-Keen, M., Giwercman, A., Hata, J., von Keitz, A., Looijenga, L. H., Millan, J. L., Oosterhuis, J. W., Pera, M., Sawada, M., Schmoll, H. J., Skakkebaek, N. E., van Putten, W. and Stern, P. (1996). Comparative analysis of cell surface antigens expressed by cell lines derived from human germ cell tumours. International Journal of Cancer 66 (6): 806-816.
Bissels, U., Eckardt, D. and Bosio, A. (2013). Characterization and Classification of Stem Cells. Regenerative Medicine: From Protocol to Patient: 155.
Blackwell, T. K., Huang, J., Ma, A., Kretzner, L., Alt, F. W., Eisenman, R. N. and Weintraub, H. (1993). Binding of myc proteins to canonical and noncanonical DNA sequences. Molecular and Cellular Biology 13 (9): 5216-5224.
Blackwood, E. M. and Eisenman, R. N. (1991). Max: a helix-loop-helix zipper protein that forms a sequence-specific DNA-binding complex with Myc. Science 251 (4998): 1211-1217.
Bongso, A. and Lee, E. H. (2005). Stem Cells: Their Definition, Classification and Sources. Stem Cells: From Benchtop To Bedside: 1.
Bongso, A. and Richards, M. (2004). History and perspective of stem cell research. Best Practice and Research Clinical Obstetrics and Gynaecology 18 (6): 827-842.
Botquin, V., Hess, H., Fuhrmann, G., Anastassiadis, C., Gross, M. K., Vriend, G. and Schöler, H. R. (1998). New POU dimer configuration mediates antagonistic control of an osteopontin preimplantation enhancer by Oct-4 and Sox-2. Genes and development 12 (13): 2073-2090.
Brockes, J. P. (1997). Amphibian limb regeneration: rebuilding a complex structure. Science 276(5309): 81-87.
Chambers, I., Colby, D., Robertson, M., Nichols, J., Lee, S., Tweedie, S. and Smith, A. (2003). Functional expression cloning of Nanog, a pluripotency sustaining factor in embryonic stem cells. Cell 113 (5): 643-655.
Charron, J., Malynn, B. A., Fisher, P., Stewart, V., Jeannotte, L., Goff, S. P., Robertson, E. J. and Alt, F. W. (1992). Embryonic lethality in mice homozygous for a targeted disruption of the N-myc gene. Genes Dev 6 (12A): 2248-2257.
Clayton, E., Doupé, D. P., Klein, A. M., Winton, D. J., Simons, B. D. and Jones, P. H. (2007). A single type of progenitor cell maintains normal epidermis. Nature 446 (7132): 185-189.
Cong, Y. S., Wright, W. E. and Shay, J. W. (2002). Human telomerase and its regulation. Microbiology and Molecular Biology Reviews 66 (3): 407-425.
Couturier, L., Vodovar, N. and Schweisguth, F.(2012). Endocytosis by Numb breaks Notch symmetry at cytokinesis. Nature cell biology 14 (2): 131-139.
Cowan, C. A., Atienza, J., Melton, D. A. and Eggan, K. (2005). Nuclear reprogramming of somatic cells after fusion with human embryonic stem cells. Science 309 (5739): 1369-1373.
Darr, H. and Benvenisty, N. (2009). Genetic analysis of the role of the reprogramming gene LIN-28 in human embryonic stem cells. Stem Cells 27 (2): 352-362.
Davis, A. C., Wims, M., Spotts, G. D., Hann, S. R. and Bradley, A. (1993). A null c-myc mutation causes lethality before 10.5 days of gestation in homozygotes and reduced fertility in heterozygous female mice. Genes Development 7 (4): 671-682.
Dexter, T. M. and Spooncer, E. (1987). Growth and differentiation in the hemopoietic system. Annual Review of Cell Biology 3 (1): 423-441.
Do, J. T. and Schöler, H. R. (2004). Nuclei of embryonic stem cells reprogram somatic cells. Stem Cells 22 (6): 941-949.
Eiges, R. and Benvenisty, N. (2002). A molecular view on pluripotent stem cells. FEBS letters 529(1): 135-141.
El Omar, R., Beroud, J., Stoltz, J. F., Menu, P., Velot, E. and Decot, V. (2014). Umbilical cord mesenchymal stem cells: the new gold standard for mesenchymal stem cell-based therapies? Tissue Engineering Part B: Reviews 20 (5): 523-544.
Evans, M. J. and Kaufman, M. H. (1981). Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature 292 (5819): 154-156.
Fan, C. G., Zhang, Q. j. and Zhou, J. r. (2011). Therapeutic potentials of mesenchymal stem cells derived from human umbilical cord. Stem Cell Reviews and Reports 7 (1): 195-207.
Forsyth, N. R., Wright, W. E. and Shay, J. W.(2002). Telomerase and differentiation in multicellular organisms: turn it off, turn it on, and turn it off again. Differentiation 69 (4‐5): 188-197.
Fox, N. W., Damjanov, I., Knowles, B. B. and Solter, D. (1984). Stage-specific embryonic antigen 3 as a marker of visceral extraembryonic endoderm. Developmental Biology 103(1): 263-266.
Francese, R. and Fiorina, P. (2010). Immunological and regenerative properties of cord blood stem cells. Clinical Immunology 136 (3): 309-322.
Frise, E., Knoblich, J. A., Younger Shepherd, S., Jan, L. Y. and Jan, Y. N. (1996). The Drosophila Numb protein inhibits signaling of the Notch receptor during cell-cell interaction in sensory organ lineage. Proceedings of the National Academy of Sciences 93 (21): 11925-11932.
Fuchs, E., Tumbar, T. and Guasch, G. (2004). Socializing with the neighbors: stem cells and their niche. Cell 116 (6): 769-778.
Furman, D. P. and Bukharina, T. A. (2011). Drosophila mechanoreceptors as a model for studying asymmetric cell division. Int. J. Dev. Biol 55: 133-141.
Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Chanchevalap, S., Dalton, W. B., Hisamuddin, I. M. and Yang, V. W.(2005). Krüppel-like factors 4 and 5: the yin and yang regulators of cellular proliferation. Cell research 15 (2): 92-96.
Gho, M., Bellaïche, Y. and Schweisguth, F. (1999). Revisiting the Drosophila microchaete lineage: a novel intrinsically asymmetric cell division generates a glial cell. Development 126 (16): 3573-3584.
Giebel, B. and Wodarz, A. (2012). Notch signaling: numb makes the difference. Current Biology 2:(4)2R133-R135.
Gordon, M. (1993). Human haemopoietic stem cell assays. Blood reviews 7(3): 190-197.
Görgens, A., Beckmann, J., Ludwig, A. K., Möllmann, M., Dürig, J., Horn, P. A., Rajendran, L. and Giebel, B. (2012). Lipid raft redistribution and morphological cell polarization are separable processes providing a basis for hematopoietic stem and progenitor cell migration. The international journal of biochemistry and cell biology 44 (7): 1121-1132.
Görgens, A. and Giebel, B. (2010). Self-renewal of primitive hematopoietic cells: a focus on asymmetric cell division. Umbilical Cord Blood: A Future for Regenerative Medicine, S. Kadereit and G. Udolph, eds. (Singapore: World Scientific Publishing Company): 51-75.
Green, H. (1977). Terminal differentiation of cultured human epidermal cells. Cell 11(2): 405-416.
Hatano, S. y., Tada, M., Kimura, H., Yamaguchi, S., Kono, T., Nakano, T., Suemori, H., Nakatsuji, N. and Tada, T. (2005). Pluripotential competence of cells associated with Nanog activity. Mechanisms of development 122 (1): 67-79.
Henningson Jr, C. T., Stanislaus, M. A. and Gewirtz, A. M. (2003). Embryonic and adult stem cell therapy. Journal of allergy and clinical immunology 111 (2): S745-S753.
Hirata, J., Nakagoshi, H., Nabeshima, Y. i. and Matsuzaki, F. (1995). Asymmetric segregation of the homeodomain protein Prospero duringDrosophila development.
Hirata, J., Nakagoshi, H., Nabeshima, Y. and Matsuzaki, F. (1996). Asymmetric segregation of the homeodomain protein PROSPERO during Drosophila development. Trends in Genetics 2(12): 46.
Hird, S. N., Paulsen, J. E. and Strome, S. (1996). Segregation of germ granules in living Caenorhabditis elegans embryos: cell-type-specific mechanisms for cytoplasmic localisation. Development 122 (4): 1303-1312.
Ho, A. D. (2005). Kinetics and symmetry of divisions of hematopoietic stem cells. Experimental hematology 33(1): 1-8.
Ho, A. D. and Wagner, W. (2007). The beauty of asymmetry: asymmetric divisions and self-renewal in the haematopoietic system. Current opinion in hematology 14 (4): 330-336.
Hongxiang Hui, Y. T., Min Hu and Xiaoning Zhao(2011). Stem Cells: General Features and Characteristics.
Itskovitz Eldor, J., Schuldiner, M., Karsenti, D., Eden, A., Yanuka, O., Amit, M., Soreq, H. and Benvenisty, N. (2000). Differentiation of human embryonic stem cells into embryoid bodies compromising the three embryonic germ layers. Molecular Medicine 6 (2): 88-95.
Jacob, F. (1978). The Leeuwenhoek Lecture, 1977. Mouse teratocarcinoma and mouse embryo. Proc R Soc Lond B Biol Sci 201 (1144): 249-270.
Jones, H., Nathrath, M., Thomas, R., Edelman, P., Rodeck, C. and Linch, D. (1994). The effects of gestation on circulating progenitor cells. British Journal of Haematology 87 (3): 637-639.
Kaji, K., Norrby, K., Paca, A., Mileikovsky, M., Mohseni, P. and Woltjen, K. (2009). Virus-free induction of pluripotency and subsequent excision of reprogramming factors. Nature 458 (7239): 771-775.
Kaltschmidt, J. A., Davidson, C. M., Brown, N. H. and Brand, A. H. (2000). Rotation and asymmetry of the mitotic spindle direct asymmetric cell division in the developing central nervous system. Nature cell biology 2 (1): 7-12.
Kannagi, R., Cochran, N. A., Ishigami, F., Hakomori, S., Andrews, P. W., Knowles, B. B. and Solter, D. (1983). Stage-specific embryonic antigens (SSEA-3 and -4) are epitopes of a unique globo-series ganglioside isolated from human teratocarcinoma cells. European Molecular Biology Organization Journal 2 (12): 2355-2361.
Katajisto, P., Döhla, J., Chaffer, C. L., Pentinmikko, N., Marjanovic, N., Iqbal, S., Zoncu, R., Chen, W., Weinberg, R. A. and Sabatini, D. M. (2015). Asymmetric apportioning of aged mitochondria between daughter cells is required for stemness. Science 348 (6232): 340-343.
Kempermann, G., Kuhn, H. G. and Gage, F. H.(1997). Genetic influence on neurogenesis in the dentate gyrus of adult mice. Proceedings of the National Academy of Sciences 94 (19): 10409-10414.
Kemphues, K. J., Priess, J. R., Morton, D. G. and Cheng, N. (1988). Identification of genes required for cytoplasmic localization in early C. elegans embryos. Cell 52 (3): 311-320.
Kiessling, A. A. and Anderson, S. (2003). Human embryonic stem cells: an introduction to the science and therapeutic potential. Jones and Bartlett Learning.
Kleinsmith, L. J. and Pierce, G. B. (1964). Multipotentiality of single embryonal carcinoma cells. Cancer Research 24(9): 1544-1551.
Knoblich, J. A. (2008). Mechanisms of asymmetric stem cell division. Cell 132 (4): 583-597.
Kusek, G., Campbell, M., Doyle, F., Tenenbaum, S. A., Kiebler, M. and Temple, S. (2012). Asymmetric segregation of the double-stranded RNA binding protein Staufen2 during mammalian neural stem cell divisions promotes lineage progression. Cell Stem Cell 11 (4): 505-516.
Li, A., Simmons, P. J. and Kaur, P. (1998). Identification and isolation of candidate human keratinocyte stem cells based on cell surface phenotype. Proceedings of the National Academy of Sciences 95 (7): 3902-3907.
Li, J., Pan, G., Cui, K., Liu, Y., Xu, S. and Pei, D.(2007). A dominant-negative form of mouse SOX2 induces trophectoderm differentiation and progressive polyploidy in mouse embryonic stem cells. Journal of Biological Chemistry 282 (27): 19481-19492.
Lo, B. and Parham, L. (2009). Ethical issues in stem cell research. Endocrin Reviews 30 (3): 204-213.
Loeffler, M. and Roeder, I. (2002). Tissue stem cells: definition, plasticity, heterogeneity, self-organization and models–a conceptual approach. Cells Tissues Organs 171 (1): 8-26.
Marshman, E., Booth, C. and Potten, C. S. (2002). The intestinal epithelial stem cell. Bioessays 24 (1): 91-98.
Martin, G. R. (1981). Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcinoma stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences 78 (12): 7634-7638.
Mathon, N. F., Malcolm, D. S., Harrisingh, M. C., Cheng, L. and Lloyd, A. C. (2001). Lack of replicative senescence in normal rodent glia. Science 291 (5505): 872-875.
Matin, M. M., Walsh, J. R., Gokhale, P. J., Draper, J. S., Bahrami, A. R., Morton, I., Moore, H. D. and Andrews, P. W. (2004). Specific knockdown of Oct4 and beta2-microglobulin expression by RNA interference in human embryonic stem cells and embryonic carcinoma cells. Stem Cells 22 (5): 659-668.
Mayani, H. (2003). A glance into somatic stem cell biology: basic principles, new concepts, and clinical relevance. Archives of medical research 34(1): 3-15.
McGill, M. A., Dho, S. E., Weinmaster, G. and McGlade, C. J. (2009). Numb regulates post-endocytic trafficking and degradation of Notch1. Journal of Biological Chemistry 284 (39): 26427-26438.
Miyagi, S., Nishimoto, M., Saito, T., Ninomiya, M., Sawamoto, K., Okano, H., Muramatsu, M., Oguro, H., Iwama, A. and Okuda, A. (2006). The Sox2 regulatory region 2 functions as a neural stem cell-specific enhancer in the telencephalon. The Journal of Biological Chemistry 281 (19): 13374-13381.
Moens, C. B., Auerbach, A. B., Conlon, R. A., Joyner, A. L. and Rossant, J. (1992). A targeted mutation reveals a role for N-myc in branching morphogenesis in the embryonic mouse lung. Genes Dev 6 (5): 691-704.
Moss, E. G., Lee, R. C. and Ambros, V. (1997). The cold shock domain protein LIN-28 controls developmental timing in C. elegans and is regulated by the lin-4 RNA. Cell 88 (5): 637-646.
Moss, E. G. and Tang, L. (2003). Conservation of the heterochronic regulator Lin-28, its developmental expression and microRNA complementary sites. Developmental Biology 258(2): 432-442.
Murke, F., Castro, S. V. C., Giebel, B. and Görgens, A. (2015). Concise Review: Asymmetric Cell Divisions in Stem Cell Biology. Symmetry 7 (4): 2025-2037.
Nagamura Inoue, T. and He, H. (2014). Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World journal of stem cells 6 (2): 195.
Nagy, A., Moens, C., Ivanyi, E., Pawling, J., Gertsenstein, M., Hadjantonakis, A. K., Pirity, M. and Rossant, J. (1998). Dissecting the role of N-myc in development using a single targeting vector to generate a series of alleles. Current Biology 8(11): 661-664.
Nakatake, Y., Fukui, N., Iwamatsu, Y., Masui, S., Takahashi, K., Yagi, R., Yagi, K., Miyazaki, J. i., Matoba, R. and Ko, M. S. (2006). Klf4 cooperates with Oct3/4 and Sox2 to activate the Lefty1 core promoter in embryonic stem cells. Molecular and cellular biology 26 (20): 7772-7782.
Nakhaei Rad, S., Bahrami, A. R., Mirahmadi, M. and Matin, M. M. (2011). New windows to enhance direct reprogramming of somatic cells towards induced pluripotent stem cells. Biochemistry and Cell Biology 90 (2): 115-123.
Neumüller, R. A. and Knoblich, J. A. (2009). Dividing cellular asymmetry: asymmetric cell division and its implications for stem cells and cancer. Genes and development 23 (23): 2675-2699.
Nichols, J., Zevnik, B., Anastassiadis, K., Niwa, H., Klewe-Nebenius, D., Chambers, I., Schöler, H. and Smith, A. (1998). Formation of pluripotent stem cells in the mammalian embryo depends on the POU transcription factor Oct4. Cell 95 (3): 379-391.
Niwa, H., Miyazaki, J. i. and Smith, A. G. (2000a). Quantitative expression of Oct-3/4 defines differentiation, dedifferentiation or self-renewal of ES cells. Nature Genetics 24 (4): 372-376.
Niwa, H., Miyazaki, J. and Smith, A. G. (2000b). Quantitative expression of Oct-3/4 defines differentiation, dedifferentiation or self-renewal of ES cells. Nature Genetics 24 (4): 372-376.
Odorico, J. S., Kaufman, D. S. and Thomson, J. A.(2001). Multilineage differentiation from human embryonic stem cell lines. Stem Cells 19 (3): 193-204.
Ozawa, M., Muramatsu, T. and Solter, D. (1985). SSEA-1, a stage-specific embryonic antigen of the mouse, is carried by the glycoprotein-bound large carbohydrate in embryonal carcinoma cells. Cell Differentiation 16 (3): 169-173.
Parisi, S., Passaro, F., Aloia, L., Manabe, I., Nagai, R., Pastore, L. and Russo, T. (2008). Klf5 is involved in self-renewal of mouse embryonic stem cells. Journal of cell science 121 (16): 2629-2634.
Petronczki, M. and Knoblich, J. A. (2001). DmPAR-6 directs epithelial polarity and asymmetric cell division of neuroblasts in Drosophila. Nature cell biology 3 (1): 43-49.
Pina, C. and Enver, T. (2007). Differential contributions of haematopoietic stem cells to foetal and adult haematopoiesis: insights from functional analysis of transcriptional regulators. Oncogene 26(47): 6750-6765.
Priess, J. R. and Thomson, J. N. (1987). Cellular interactions in early C. elegans embryos. Cell 48(2): 241-250.
Rezanejad, H. and Matin, M. M. (2012). Induced pluripotent stem cells: progress and future perspectives in the stem cell world. Cellular Reprogramming (Formerly" Cloning and Stem Cells") 14 (6): 459-470.
Roach, S., Cooper, S., Bennett, W. and Pera, M.(1993). Cultured cell lines from human teratomas: windows into tumour growth and differentiation and early human development. European urology 23(1): 82.
Rodda, D. J., Chew, J.-L., Lim, L.-H., Loh, Y.-H., Wang, B., Ng, H.-H. and Robson, P. (2005). Transcriptional regulation of nanog by OCT4 and SOX2. Journal of Biological Chemistry 280 (26): 24731-24737.
Schober, M., Schaefer, M. and Knoblich, J. A.(1999). Bazooka recruits Inscuteable to orient asymmetric cell divisions in Drosophila neuroblasts. Nature 402 (6761): 548-551.
Schuldiner, M., Yanuka, O., Itskovitz Eldor, J., Melton, D. A. and Benvenisty, N. (2000). Effects of eight growth factors on the differentiation of cells derived from human embryonic stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences 97 (21): 11307-11312.
Shahriyari, L. and Komarova, N. L. (2013). Symmetric vs. asymmetric stem cell divisions: an adaptation against cancer. PLoS One 8(10): e76195.
Shamblott, M. J., Axelman, J., Littlefield, J. W., Blumenthal, P. D., Huggins, G. R., Cui, Y., Cheng, L. and Gearhart, J. D. (2001). Human embryonic germ cell derivatives express a broad range of developmentally distinct markers and proliferate extensively in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences 98 (1): 113-118.
Shamblott, M. J., Axelman, J., Wang, S., Bugg, E. M., Littlefield, J. W., Donovan, P. J., Blumenthal, P. D., Huggins, G. R. and Gearhart, J. D. (1998). Derivation of pluripotent stem cells from cultured human primordial germ cells. proceedings of the national Academy of Sciences of the USA 95 (23): 13726-13731.
Shen Li, H., O'Hagan, R. C., Hou, H., Jr., Horner, J. W., 2nd, Lee, H. W. and DePinho, R. A. (2000). Essential role for Max in early embryonic growth and development. Genes Development 14 (1): 17-22.
Smith, A. G. (2001). Embryo-derived stem cells: of mice and men. Annual review of cell and developmental biology 17 (1): 435-462.
Soria, B., Roche, E., Berná, G., León-Quinto, T., Reig, J. A. and Martín, F. (2000). Insulin-secreting cells derived from embryonic stem cells normalize glycemia in streptozotocin-induced diabetic mice. Diabetes 49 (2): 157-162.
Spana, E. P. and Doe, C. Q. (1995). The prospero transcription factor is asymmetrically localized to the cell cortex during neuroblast mitosis in Drosophila. Development 121(10):. 3187-3195.
Stanton, B. R., Perkins, A. S., Tessarollo, L., Sassoon, D. A. and Parada, L. F. (1992). Loss of N-myc function results in embryonic lethality and failure of the epithelial component of the embryo to develop. Genes Development 6 (12A): 2235-2247.
Strome, S. and Wood, W. B. (1982). Immunofluorescence visualization of germ-line-specific cytoplasmic granules in embryos, larvae, and adults of Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences 79 (5): 1558-1562.
Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G. and Thomson, J. (1983). The embryonic cell lineage of the nematode Caenorhabditis elegans. Developmental biology 100 (1): 64-119.
Suomalainen, A. (2015). Stem cells: Asymmetric rejuvenation. Nature 521 (7552): 296-298.
Suzuki, A. and Ohno, S. (2006). The PAR-aPKC system: lessons in polarity. Journal of cell science 119 (6): 979-987.
Tabuse, Y., Izumi, Y., Piano, F., Kemphues, K. J., Miwa, J. and Ohno, S. (1998). Atypical protein kinase C cooperates with PAR-3 to establish embryonic polarity in Caenorhabditis elegans. Development 125 (18): 3607-3614.
Takahashi, K. and Yamanaka, S. (2006). Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell 126 (4): 663-676.
Tang, D. G., Tokumoto, Y. M., Apperly, J. A., Lloyd, A. C. and Raff, M. C. (2001). Lack of replicative senescence in cultured rat oligodendrocyte precursor cells. Science 291 (5505): 868-871.
Thomson, J. A., Itskovitz Eldor, J., Shapiro, S. S., Waknitz, M. A., Swiergiel, J. J., Marshall, V. S. and Jones, J. M. (1998). Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science 282(5391): 1145-1147.
Thomson, J. A. and Marshall, V. S. (1998). Primate embryonic stem cells. Current Topics Developmental Biology 38: 133-165.
Thomson, J. A. and Odorico, J. S. (2000). Human embryonic stem cell and embryonic germ cell lines. Trends Biotechnol 18 (2): 53-57.
Till, J. and McCulloch, E. (1980). Hemopoietic stem cell differentiation. Biochimica et Biophysica Acta(BBA)-Reviews on Cancer 605 (4): 431-459.
Vessey, J. P., Amadei, G., Burns, S. E., Kiebler, M. A., Kaplan, D. R. and Miller, F. D. (2012). An asymmetrically localized Staufen2-dependent RNA complex regulates maintenance of mammalian neural stem cells. Cell Stem Cell 11 (4): 517-528.
Wagers, A., Christensen, J. and Weissman, I.(2002). Cell fate determination from stem cells. Gene therapy 9 (10): 606-612.
Wang, N., Trend, B., Bronson, D. L. and Fraley, E. E. (1980). Nonrandom abnormalities in chromosome 1 in human testicular cancers. Cancer Research 40 (3): 796-802.
Watts, J. L., Etemad-Moghadam, B., Guo, S., Boyd, L., Draper, B. W., Mello, C. C., Priess, J. R. and Kemphues, K. J. (1996). par-6, a gene involved in the establishment of asymmetry in early C. elegans embryos, mediates the asymmetric localization of PAR-3. Development 122 (10): 3133-3140.
Weissman, I. L. (2000). Stem cells: units of development, units of regeneration, and units in evolution. Cell 100 (1): 157-168.
Weissman, I. L., Anderson, D. J. and Gage, F.(2001). Stem and progenitor cells: origins, phenotypes, lineage commitments, and transdifferentiations. Annual review of cell and developmental biology 17 (1): 387-403.
Couturier, L., Vodovar, N. and Schweisguth, F.(2012). Endocytosis by Numb breaks Notch symmetry at cytokinesis. Nature Cell Biology 14(2): 131-139.
El Omar, R., Beroud, J., Stoltz, J. F., Menu, P., Velot, E. and Decot, V. (2014). Umbilical cord mesenchymal stem cells: the new gold standard for mesenchymal stem cell-based therapies? Tissue Engineering Part B: Reviews 20 (5): 523-544.
Fan, C. G., Zhang, Q. j. and Zhou, J. r. (2011). Therapeutic potentials of mesenchymal stem cells derived from human umbilical cord. Stem Cell Reviews and Reports 7 (1): 195-207.
Frise, E., Knoblich, J. A., Younger Shepherd, S., Jan, L. Y. and Jan, Y. N. (1996). The Drosophila Numb protein inhibits signaling of the Notch receptor during cell-cell interaction in sensory organ lineage. Proceedings of the National Academy of Sciences 93 (21): 11925-11932.
Furman, D. P. and Bukharina, T. A. (2011). Drosophila mechanoreceptors as a model for studying asymmetric cell division. Int. J. Dev. Biol International Journal of Developental Biology, 55: 133-141.
Gho, M., Bellaïche, Y. and Schweisguth, F. (1999). Revisiting the Drosophila microchaete lineage: a novel intrinsically asymmetric cell division generates a glial cell. Development 126 (16): 3573-3584.
Giebel, B. and Wodarz, A. (2012). Notch signaling: numb makes the difference. Current Biology 2:(4)2R133-R135
Görgens, A., Beckmann, J., Ludwig, A. K., Möllmann, M., Dürig, J., Horn, P. A., Rajendran, L. and Giebel, B. (2012). Lipid raft redistribution and morphological cell polarization are separable processes providing a basis for hematopoietic stem and progenitor cell migration. The International Journal of Biochemistry and Cell Biology 44 (7): 1121-1132.
Görgens, A. and Giebel, B. (2010). Self-renewal of primitive hematopoietic cells: a focus on asymmetric cell division. Umbilical Cord Blood: A Future for Regenerative Medicine, S. Kadereit and G. Udolph, eds. (Singapore: World Scientific Publishing Company): 51-75.
Hirata, J., Nakagoshi, H., Nabeshima, Y. i. and Matsuzaki, F. (1995). Asymmetric segregation of the homeodomain protein Prospero duringDrosophila development.
Hirata, J., Nakagoshi, H., Nabeshima, Y. and Matsuzaki, F. (1996). Asymmetric segregation of the homeodomain protein PROSPERO during Drosophila development. Trends in Genetics 2(12): 46.
Hird, S. N., Paulsen, J. E. and Strome, S. (1996). Segregation of germ granules in living Caenorhabditis elegans embryos: cell-type-specific mechanisms for cytoplasmic localisation. Development 122 (4): 1303-1312.
Ho, A. D. and Wagner, W. (2007). The beauty of asymmetry: asymmetric divisions and self-renewal in the haematopoietic system. Current opinion in hematology 14 (4): 330-336.
Kaltschmidt, J. A., Davidson, C. M., Brown, N. H. and Brand, A. H. (2000). Rotation and asymmetry of the mitotic spindle direct asymmetric cell division in the developing central nervous system. Nature cell biology 2 (1): 7-12.
Katajisto, P., Döhla, J., Chaffer, C. L., Pentinmikko, N., Marjanovic, N., Iqbal, S., Zoncu, R., Chen, W., Weinberg, R. A. and Sabatini, D. M. (2015). Asymmetric apportioning of aged mitochondria between daughter cells is required for stemness. Science 348 (6232): 340-343.
Kemphues, K. J., Priess, J. R., Morton, D. G. and Cheng, N. (1988). Identification of genes required for cytoplasmic localization in early C. elegans embryos. Cell 52 (3): 311-320.
Kusek, G., Campbell, M., Doyle, F., Tenenbaum, S. A., Kiebler, M. and Temple, S. (2012). Asymmetric segregation of the double-stranded RNA binding protein Staufen2 during mammalian neural stem cell divisions promotes lineage progression. Cell Stem Cell 11 (4): 505-516.
McGill, M. A., Dho, S. E., Weinmaster, G. and McGlade, C. J. (2009). Numb regulates post-endocytic trafficking and degradation of Notch1. Journal of Biological Chemistry 284 (39): 26427-26438.
Murke, F., Castro, S. V. C., Giebel, B. and Görgens, A. (2015). Concise Review: Asymmetric Cell Divisions in Stem Cell Biology. Symmetry 7 (4): 2025-2037.
Nagamura Inoue, T. and He, H. (2014). Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World journal of stem cells 6 (2): 195.
Neumüller, R. A. and Knoblich, J. A. (2009). Dividing cellular asymmetry: asymmetric cell division and its implications for stem cells and cancer. Genes and development 23 (23): 2675-2699.
Petronczki, M. and Knoblich, J. A. (2001). DmPAR-6 directs epithelial polarity and asymmetric cell division of neuroblasts in Drosophila. Nature cell biology 3 (1): 43-49.
Pina, C. and Enver, T. (2007). Differential contributions of haematopoietic stem cells to foetal and adult haematopoiesis: insights from functional analysis of transcriptional regulators. Oncogene 26(47): 6750-6765.
Priess, J. R. and Thomson, J. N. (1987). Cellular interactions in early C. elegans embryos. Cell 48(2): 241-250.
Schober, M., Schaefer, M. and Knoblich, J. A.(1999). Bazooka recruits Inscuteable to orient asymmetric cell divisions in Drosophila neuroblasts. Nature 402 (6761): 548-551.
Spana, E. P. and Doe, C. Q. (1995). The prospero transcription factor is asymmetrically localized to the cell cortex during neuroblast mitosis in Drosophila. Development 121(10): 3195-3187.
Strome, S. and Wood, W. B. (1982). Immunofluorescence visualization of germ-line-specific cytoplasmic granules in embryos, larvae, and adults of Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences 79 (5): 1558-1562.
Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G. and Thomson, J. (1983). The embryonic cell lineage of the nematode Caenorhabditis elegans. Developmental biology 100 (1): 64-119.
Suomalainen, A. (2015). Stem cells: Asymmetric rejuvenation. Nature 521 (7552): 296-298.
Suzuki, A. and Ohno, S. (2006). The PAR-aPKC system: lessons in polarity. Journal of cell science 119 (6): 979-987.
Tabuse, Y., Izumi, Y., Piano, F., Kemphues, K. J., Miwa, J. and Ohno, S. (1998). Atypical protein kinase C cooperates with PAR-3 to establish embryonic polarity in Caenorhabditis elegans. Development 125 (18): 3607-3614.
Vessey, J. P., Amadei, G., Burns, S. E., Kiebler, M. A., Kaplan, D. R. and Miller, F. D. (2012). An asymmetrically localized Staufen2-dependent RNA complex regulates maintenance of mammalian neural stem cells. Cell Stem Cell 11(4): 517-528.
Watts, J. L., Etemad Moghadam, B., Guo, S., Boyd, L., Draper, B. W., Mello, C. C., Priess, J. R. and Kemphues, K. J. (1996). par-6, a gene involved in the establishment of asymmetry in early C. elegans embryos, mediates the asymmetric localization of PAR-3. Development 122 (10): 3133-3140.
Wodarz, A., Ramrath, A., Grimm, A. and Knust, E.(2000). Drosophila atypical protein kinase C associates with Bazooka and controls polarity of epithelia and neuroblasts. The Journal of cell biology 150 (6): 1361-1374.
Wolpert, L., Hicklin, J. and Hornbruch, A. (1971). Positional information and pattern regulation in regeneration of hydra. Symposia of the Society for Experimental Biology 25: 391-415.
Woltjen, K., Michael, I. P., Mohseni, P., Desai, R., Mileikovsky, M., Hamalainen, R., Cowling, R., Wang, W., Liu, P., Gertsenstein, M., Kaji, K., Sung, H. K. and Nagy, A. (2009). piggyBac transposition reprograms fibroblasts to induced pluripotent stem cells. Nature 458 (7239): 766-770.
Yang, D. H. and Moss, E. G. (2003). Temporally regulated expression of Lin-28 in diverse tissues of the developing mouse. Gene Expression Patterns 3(6): 719-726.
Ying, Q. L., Nichols, J., Chambers, I. and Smith, A.(2003). BMP induction of Id proteins suppresses differentiation and sustains embryonic stem cell self-renewal in collaboration with STAT3. Cell 115(3): 281-292.
Ying, Q. L., Nichols, J., Evans, E. P. and Smith, A. G. (2002). Changing potency by spontaneous fusion. Nature 416 (6880): 545-548.
Yu, J., Vodyanik, M. A., Smuga Otto, K., Antosiewicz-Bourget, J., Frane, J. L., Tian, S., Nie, J., Jonsdottir, G. A., Ruotti, V. and Stewart, R.(2007). Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science 318 (5858): 1917-1920.
Zaehres, H., Lensch, M. W., Daheron, L., Stewart, S. A., Itskovitz-Eldor, J. and Daley, G. Q. (2005). High-efficiency RNA interference in human embryonic stem cells. Stem Cells 23 (3): 299-305.
Zhang, Y. V., Cheong, J., Ciapurin, N., McDermitt, D. J. and Tumbar, T. (2009). Distinct self-renewal and differentiation phases in the niche of infrequently dividing hair follicle stem cells. Cell Stem Cell 5 (3): 267-278.
Zimmet, H. and Krum, H. (2008). Using adult stem cells to treat heart failure—fact or fiction? Heart, Lung and Circulation 17: S48-S54.

نظرات کاربران درباره کتاب بررسی توان تمایزی سلول‌های بنیادی با هدف استفاده در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی